JoVE Journal > Biochemistry
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Ergebnisse
Discussion
Offenlegungen
Acknowledgements
Materials
Referenzen
Automatische Übersetzung
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biochemie

Bireysel Protein Agregalarının Kızılötesi Nanospektroskopi ve Atomik Kuvvet Mikroskobu ile Karakterizeleştirilmesi

Published: September 12, 2019
doi:
10.3791/60108
, , , ,
1Centre for Misfolding Diseases, Department of Chemistry,University of Cambridge, 2Institute of Biotechnology, Life Sciences Center,Vilnius University, 3Cavendish Laboratory, Department of Physics,University of Cambridge

Summary

Biz kızılötesi nanospectroskopi ve yüksek çözünürlüklü atomik kuvvet mikroskobu oligomerik agregalar ve amiloid fibrils içine protein kendini montaj sürecini görselleştirmek için uygulama açıklar, yakından başlangıç ve geliştirme ile ilişkilidir insan nörodejeneratif bozuklukların geniş bir yelpazede.

Abstract

Protein yanlış katlama ve toplama olgusu, Alzheimer ve Parkinson gibi nörodejeneratif durumlarla ilişkili yüksek heterojen protein agregalarının oluşumuna neden olur. Özellikle düşük molekül ağırlıklı agregalar, amiloid oligomerler, jenerik sitotoksik özelliklere sahip olduğu gösterilmiştir ve demans birçok formları nörotoksinler olarak karıştığı gösterilmiştir. Konvansiyonel yapısal yöntemlerle incelenmesi zor olan bu agregaların morfolojik, yapısal ve kimyasal özelliklerini karakterize etme gibi zorlu bir görevi ele almak için atomik kuvvet mikroskobu (AFM) dayalı yöntemlerin kullanımını gösteriyoruz. heterojenlik leri ve geçici doğası nedeniyle yöntemler veya toplu biyofiziksel yöntemler. Tarama sondamikroskopi yaklaşımları artık nanometre çözünürlüğü ile amiloid agregaların morfolojisini araştırma yeteneğine sahiptir. Burada, AFM’nin yüksek çözünürlüğünü ve IR spektroskopisinin kimyasal tanıma gücünü aynı anda kullanan kızılötesi (IR) nanospektroskopinin (AFM-IR) daha ileri gidebileceğini ve bireyin yapısal özelliklerinin karakterizasyonunu mümkün kılabilir. protein agregaları, ve böylece toplama mekanizmaları içine anlayışlar sunuyoruz. Tarif ettiğimiz yaklaşım, protein derlemelerinin küçük moleküller ve antikorlarla etkileşimlerinin araştırılmasına da uygulanabildiği için, tanı veya tedavi etmek için yeni terapötik bileşikler geliştirmek için temel bilgiler sunabilir. nörodejeneratif bozukluklar.

Introduction

Dünya çapında 40 milyondan fazla insan şu anda nörodejeneratif bozukluklar etkilenir, Alzheimer gibi (AD)1 ve Parkinson (PH)2 hastalıkları. Daha genel olarak, elliden fazla patoloji protein misfolding ve agregasyon ile moleküler düzeyde ilişkilidir, çözünmez fibriller protein agregalarının çoğalmasına yol açan bir süreç, amiloid mevduat olarak bilinen3, 4. Nörodejenerasyonun moleküler kökenleri ve amiloid oluşumuna yol açan proteinlerin protein konformasyonel değişiklikleri ile bağlantıları, ancak, heterojen yüksek düzeyde nedeniyle büyük ölçüde belirsiz liğini koruyor, geçici doğa ve nanoölçek patolojik agregaların boyutları4,5.

Son birkaç on yıl içinde protein yapıları son derece başarılı araştırmalar x-ışını kristalografisi, kriyo-elektron mikroskobu ve nükleer manyetik rezonans spektroskopisi 5 dahil olmak üzere toplu yöntemlerin kullanımı, yaygın olarak dayanmaktadır5, 6.000 , 7.000 , 8.000 , 9. Teknikleri bu sınıf içinde, kızılötesi (IR) spektroskopi proteinler 8 gibi biyolojik sistemlerin kimyasal özelliklerini çözmek için hassas bir analitik araç olarak ortayaçıkmıştır. IR yöntemleri, protein sekonder ve kuaternary yapısal değişikliklerin yanlış katlama ve toplama sırasında nicelleştirilmesine olanak sağlar. Buna ek olarak, mikroskobik düzeyde daha fazla şifreyi çözmek için onların toplama sırasında protein karmaşık serbest enerji manzara dahil mekanistik ayrıntıları, önemli bir ilerleme karmaşık genişletmek için kimyasal kinetik araçların geliştirilmesi olmuştur amiloid fibrilsoluşumu5,6,7,10,11,12dahil olmak üzere kendi kendine montaj yolları . Ancak, toplu spektroskopik yöntemler, çözeltide bulunan veya belirli mikroskobik adımlarda yer alan türlerin heterojen topluluğu hakkında sadece ortalama bilgi sağlayarak bireyin biyofiziksel özelliklerinin araştırılmasını sağlar. nanoölçekli düzeyde zorlu toplu türler13,14.

Son yıllarda ışığın kırınım sınırından daha küçük ölçeklerde çalışma kapasitesine sahip çeşitli mikroskopi teknikleri ortaya çıkmıştır. Bu yöntem sınıfı elektron mikroskobu (EM) ve atomik kuvvet mikroskobu (AFM) içerir. Taramalı elektron mikroskobu (SEM) ve iletim elektron mikroskobu (TEM) bir numunenin iki boyutlu (2D) görüntülerini sağlarken, AFM son yıllarda üç boyutlu (3D) morfolojileri incelemek için güçlü ve çok yönlü bir teknik olarak ortaya çıkmıştır. nanometre çözünürlüğü 13 , 14,15,16,17,18,19, 20.000 , 21.000 , 22.000 , 23.000 , 24.000 , 25.000 , 26.000 , 27– AFM ile protein toplama eğitiminin ardındaki mantık, bu yaklaşımınçözelti13,14,16, 17,19,20,21,25,27,28,29,30, 31,32,33,34,35,36,37. Özellikle, zaman bir fonksiyonu olarak örnek izleyerek, AFM mümkün takip etmek ve amiloid oluşumu 23 yollarını görselleştirmek için yapar, örnek içinde türlerin morfolojisi evriminin araştırılmasına olanak sağlar23, 25,38,39,40,41,42. Ayrıca, AFM kesitsel yükseklikleri ve çözelti13mevcut bireysel türlerin uzunlukları gibi yapısal parametrelerin sayısallaştırılması nı sağlar 13,19,30,31 ,32,33,34,35,36,37,40,43, 44.000 , 45.000 , 46.000 , 47.000 , 48– Ancak, morfoloji gibi tek bir biyofiziksel özelliğin incelenmesi, heterojen ve karmaşık biyolojik sistemleri incelerken genellikle yeterli değildir. AFM, SEM veya TEM görüntüleme yöntemleri tek başına nano ölçekte amiloid agregalarının heterojen türlerinin kimyasal özelliklerini kolayca ortaya çıkaramaz.

Bu ölçekte heterojen biyolojik örneklerin analizi için önemli bir ilerleme son zamanlarda kızılötesi nanospektroskopi (AFM-IR)24,26protein toplama alanına geliştirme ve uygulama ile yapılmıştır, 38,42,49,50,51,52. Bu yenilikçi yöntem, AFM’nin (~1−10 nm) uzamsal çözünürlüğünün IR’nin kimyasal analiz gücüyle birleşiminden yararlanır. AFM-IR tekniği, IR lazeri tarafından yönlendirilen fototermal rezonans etkisinin ölçümü ve AFM ucu ile araştırılanın camı termal genleşmenin ölçümü üzerine dayanır. Örnek, geleneksel kızılötesi spektroskopi24,42,52,53 gibi, toplam iç yansıma doğrudan üst veya alttan IR lazer ile aydınlatılabilir . IR lazer kilohertz (1−1000 kHz) yüzlerce sırayla tipik frekansları ile darbeli olabilir ve geniş bir spektral aralık üzerinde ayarlanmış, genellikle arasında 1000−3300 cm-1. Lazer kaynağı ~30 μm çapında bir alanı kapsa da, AFM-IR tekniğinin mekansal çözünürlüğü, sistemin yerel ısıgenliğini algılayan AFM uç çapı ile nominal olarak belirlenir. AFM-IR biyolojik numuneleri incelemek için uygundur, çünkü IR sinyali kalınlığı 1−1,5 μm’ye kadar orantılıdır ve ortaya çıkan IR spektrumları genellikle ilgili FTIR iletim spektrumları13,54 ile uyum içindedir ,55. Bu nedenle, spektroskopide yerleşik analiz yöntemleri, kimyasal değişimlerin incelenmesi, bant şekli değişimi ve ikinci türevlerin analizi ile de-kıvrım gibi kolayca uygulanabilir52. Genel olarak, AFM’nin uzamsal çözünürlüğünü IR spektroskopisinin kimyasal tanıma gücüyle birleştiren AFM-IR, nano ölçekte bir numunenin çok çeşitli morfolojik, mekanik ve kimyasal özelliklerinin aynı anda elde edilmesini sağlar.

Burada, in vitro floresan tahlilleri, yüksek çözünürlüklü AFM görüntüleme ve nano ölçekli AFM-IR kombinasyonunu kullanan protein toplama sürecinin karakterizasyonu için bir protokol gösterilmektedir. Bu kombine yaklaşım, protein agregalarının oluşturduğu bireysel mikro damlacıkların kimyasal ve yapısal özelliklerinin incelenmesinde, sıvı-sıvı protein faz ayrıştırma çalışmalarında ve nanoölçekte23, 26,38,45,50,53,bireysel toplu türlerin heterojenite ve biyofiziksel özelliklerini araştırmak , 56,57.

Protocol

1. Floresan levha okuyucular üzerinde toplama tahlilleri NOT: Burada açıklanan protokol, herhangi bir protein veya peptidin kimyasal kinetik ile nasıl toplandığının incelenmesine bir örnektir. Özellikle, Alzheimer hastalığının başlangıcı ve ilerlemesi nde yer alan Aβ42 peptid, agregasyon incelemek için optimize edilmiş bir protokol açıklar58,59. Benzer bir protokol ayarlanabilir ve herhangi bir protein veya peptid t…

Representative Results

Aβ42 toplamanın temsili bir zaman rotası, ThT floresan tetkik ile ölçüldüğünde, Şekil 1’degösterilmiştir. Toplama işlemi genellikle bir sigmoidal eğri ile karakterizedir, bir gecikme fazı başlangıçta gözlenen nerede, ve dik bir büyüme aşaması tarafından takip, eğri bir plato ulaşmadan önce bir denge sabit devlet ulaşıldığında6,7 , 58. Toplama işlemleri<sup class="xre…

Discussion

Bu protokoldeki ilk kritik adım, 1.1 ve 1.2 adımlarında tanımlanan Aβ42 çözeltisi gibi monomerik proteinlerin hazırlanmasıdır. Oligomerik veya birleştirilmiş türlerin varlığı, toplama kinetiğinin yetersiz tekrarlanabilirliğine neden olabileceğinden ve AFM’deki eserleri ikna edebileceğinden, sonderece saf, monomerik bir çözeltiden toplama işlemini başlatmak esastır. ölçümler (örn. fibriller türler agregasyonun ilk aşamalarında belirgin olacaktır), bu da verilerin ya…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Yazarlar İsviçre Ulusal Bilim Vakfı’na (SNF) mali destek için teşekkür (hibe numarası P2ELP2_162116 ve P300P2_171219), Darwin College, Erasmus+ programı için mali destek için (hibe numarası 2018-1-LT01-KA103-046719-15400-P3) ve bu sonuçlara yol açan araştırmalar, Avrupa Birliği’nin Yedinci Çerçeve Programı (FP7/2007-2013) kapsamında Avrupa Araştırma Konseyi’nden ERC hibe PhysProt (anlaşma numarası 337969), Newman Vakfı (T.P.J.K.) ve Cambridge Misfolding Hastalıkları Merkezi (C.G., M.V., ve T.P.J.K.).

Materials

AFM-IR system Anasys Instruments nanoIR 2 or 3 Systems to measure thermal expansion in contact and resonance mode
Corning 96-well Half Area Black/Clear Bottom Polystyrene NBS Microplate Corning 3881
Corning Microplate Aluminium Sealing Tape Corning 6570
Double Sided Adhesive Discs AGAR Scientific AGG3347N
FLUOstar Omega BMG Labtech 415-101 Platereader
Mica Disc 10mm V1 AGAR Scientific AGF7013
Park NX10 AFM system Park Systems N/A Atomic Force Microscope
Platypus Ultra-Flat Gold Chips Platypus Technologies AU.1000.SWTSG
PPP-NCHR-10 cantilevers Park Systems PPP-NCHR-10
Protein LowBind Tubes, 2.0mL Eppendorf 30108132
Silicon gold coated cantilevers Anasys Instruments PR-EX-nIR2
SPM Specimen Discs 12mm AGAR Scientific AGF7001
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referenzen

  1. Selkoe, D. J., Hardy, J. The amyloid hypothesis of Alzheimer’s disease at 25 years. EMBO Molecular Medicine. 8, 595-608 (2016).
  2. Poewe, W., et al. Parkinson disease. Nature Reviews Disease Primers. 3, 1-21 (2017).
  3. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, functional amyloid, and human disease. Annual Review of Biochemistry. 75, 333-366 (2006).
  4. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, amyloid formation, and human disease: A summary of progress over the last decade. Annual Review of Biochemistry. 86, 27-68 (2017).
  5. Knowles, T. P. J., Vendruscolo, M., Dobson, C. M. The amyloid state and its association with protein misfolding diseases. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15, 384-396 (2014).
  6. Meisl, G., et al. Molecular mechanisms of protein aggregation from global fitting of kinetic models. Nature Protocols. 11, 252-272 (2016).
  7. Knowles, T. P. J., et al. An analytical solution to the kinetics of breakable filament assembly. Science. 326, 1533-1537 (2009).
  8. Barth, A. Infrared spectroscopy of proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767, 1073-1101 (2007).
  9. Fitzpatrick, A. W. P., et al. Atomic structure and hierarchical assembly of a cross- amyloid fibril. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 5468-5473 (2013).
  10. Cohen, S. I. A., et al. Proliferation of amyloid-β42 aggregates occurs through a secondary nucleation mechanism. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 9758-9763 (2013).
  11. Michaels, T. C. T., Lazell, H. W., Arosio, P., Knowles, T. P. J. Dynamics of protein aggregation and oligomer formation governed by secondary nucleation. Journal of Chemical Physics. 143, (2015).
  12. Šarić, A., Michaels, T. C. T., Zaccone, A., Knowles, T. P. J., Frenkel, D. Kinetics of spontaneous filament nucleation via oligomers: Insights from theory and simulation. The Journal of Chemical Physics. 145, 211926 (2016).
  13. Ruggeri, F. S., Habchi, J., Cerreta, A., Dietler, G. AFM-based single molecule techniques: Unraveling the amyloid pathogenic species. Current Pharmaceutical Design. 22, 3950-3970 (2016).
  14. Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Atomic force microscopy for single molecule characterisation of protein aggregation. Archives of Biochemistry and Biophysics. 664, 134-138 (2019).
  15. Iljina, M., et al. Nanobodies raised against monomeric α-synuclein inhibit fibril formation and destabilize toxic oligomeric species. BMC Biology. 15, 1-14 (2017).
  16. Schilling, C., et al. Sequence-Optimized Peptide Nanofibers as Growth Stimulators for Regeneration of Peripheral Neurons. Advanced Functional Materials. 1809112, 1-15 (2019).
  17. Chiki, A., et al. Mutant exon1 huntingtin aggregation is regulated by T3 phosphorylation-induced structural changes and crosstalk between T3 phosphorylation and acetylation at K6. Angewandte Chemie – International Edition. 56, 5202-5207 (2017).
  18. Sieste, S., et al. Water-dispersible polydopamine-coated nanofibers for stimulation of neuronal growth and adhesion. Advanced Healthcare Materials. 7, 1-11 (2018).
  19. De, S., et al. Different soluble aggregates of Aβ42 can give rise to cellular toxicity through different mechanisms. Nature Communications. 10, 1541 (2019).
  20. Chang, K. C., Chiang, Y. W., Yang, C. H., Liou, J. W. Atomic force microscopy in biology and biomedicine. Tzu Chi Medical Journal. 24, 162-169 (2012).
  21. Variola, F. Atomic force microscopy in biomaterials surface science. Physical Chemistry Chemical Physics. 17, 2950-2959 (2015).
  22. Drolle, E., Hane, F., Lee, B., Leonenko, Z. Atomic force microscopy to study molecular mechanisms of amyloid fibril formation and toxicity in Alzheimer’s disease. Drug Metabolism Reviews. 46, 207-223 (2014).
  23. Ruggeri, F. S., et al. Identification and nanomechanical characterization of the fundamental single-strand protofilaments of amyloid α-synuclein fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 7230-7235 (2018).
  24. Ruggeri, F. S., et al. Infrared nanospectroscopy characterization of oligomeric and fibrillar aggregates during amyloid formation. Nature Communications. 6, 1-9 (2015).
  25. Ruggeri, F. S., et al. Microfluidic deposition for resolving single-molecule protein architecture and heterogeneity. Nature Communications. 9, (2018).
  26. Qamar, S., et al. FUS phase peparation is modulated by a molecular chaperone and methylation of arginine cation-π interactions. Cell. 173, 720-734 (2018).
  27. Habchi, J., et al. Cholesterol catalyses Aβ42 aggregation through a heterogeneous nucleation pathway in the presence of lipid membranes. Nature Chemistry. 10, 673-683 (2018).
  28. Sweers, K. K. M., Stöckl, M., Bennink, M. L., Subramaniam, V., Uversky, V. N., Lyubchenko, Y. L. Characterizing nanoscale morphologic and mechanical properties of α-Synuclein amyloid fibrils with atomic force microscopy. Bio-nanoimaging: Protein Misfolding & Aggregation. , 309-322 (2014).
  29. Goldsbury, C., et al. Amyloid structure and assembly Insights from scanning transmission electron microscopy. Journal of Structural Biology. 173, 1-13 (2011).
  30. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Devlin, G. L., Dobson, C. M., Welland, M. E. Analysis of structural order in amyloid fibrils. Nanotechnology. 18, (2007).
  31. Knowles, T. P. J., Mezzenga, R. Amyloid fibrils as building blocks for natural and artificial functional materials. Advanced Materials. , 6546-6561 (2016).
  32. Knowles, T. P. J., Oppenheim, T. W., Buell, A. K., Chirgadze, D. Y., Welland, M. E. Nanostructured films from hierarchical self-assembly of amyloidogenic proteins. Nature Nanotechnology. 5, 204-207 (2010).
  33. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Craig, A., Dobson, C. M., Welland, M. E. Spatial persistence of angular correlations in amyloid fibrils. Physical Review Letters. 96, 1-4 (2006).
  34. Knowles, T. P. J., et al. Twisting transition between crystalline and fibrillar phases of aggregated peptides. Physical Review Letters. 109, 158101 (2012).
  35. Knowles, T. P., et al. Role of intermolecular forces in defining material properties of protein nanofibrils. Science. 318, 1900-1903 (2007).
  36. Smith, J. F., Knowles, T. P. J., Dobson, C. M., MacPhee, C. E., Welland, M. E. Characterization of the nanoscale properties of individual amyloid fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 15806-15811 (2006).
  37. Sokolov, D. V. Atomic force microscopy for protein nanotechnology. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 300, 323-367 (2013).
  38. Ruggeri, F. S., et al. Influence of the β-sheet content on the mechanical properties of aggregates during amyloid fibrillization. Angewandte Chemie – International Edition. 54, 2462-2466 (2015).
  39. Jeong, J. S., Ansaloni, A., Mezzenga, R., Lashuel, H. A., Dietler, G. Novel mechanistic insight into the molecular basis of amyloid polymorphism and secondary nucleation during amyloid formation. Journal of Molecular Biology. 425, 1765-1781 (2013).
  40. Adamcik, J., Mezzenga, R. Study of amyloid fibrils via atomic force microscopy. Current Opinion in Colloid and Interface Science. 17, 369-376 (2012).
  41. Deguire, S. M., et al. N-terminal huntingtin (Htt) phosphorylation is a molecular switch regulating Htt aggregation, helical conformation, internalization, and nuclear targeting. Journal of Biological Chemistry. , (2018).
  42. Ruggeri, F. S., et al. Nanoscale studies link amyloid maturity with polyglutamine diseases onset. Scientific Reports. 6, 1-11 (2016).
  43. Adamcik, J., et al. Understanding amyloid aggregation by statistical analysis of atomic force microscopy images. Nature Nanotechnology. 5, 423-428 (2010).
  44. Lin, Y. C., Komatsu, H., Ma, J., Axelsen, P. H., Fakhraai, Z. Quantitative analysis of amyloid polymorphism using height histograms to correct for tip convolution effects in atomic force microscopy imaging. RSC Advances. 6, 114286-114295 (2016).
  45. Mannini, B., et al. Stabilization and characterization of cytotoxic Aβ40 oligomers isolated from an aggregation reaction in the presence of zinc ions. ACS Chemical Neuroscience. , (2018).
  46. Medalsy, I., Hensen, U., Muller, D. J. Imaging and quantifying chemical and physical properties of native proteins at molecular resolution by force-volume AFM. Angewandte Chemie – International Edition. 50, 12103-12108 (2011).
  47. Dufrêne, Y. F., Martínez-Martín, D., Medalsy, I., Alsteens, D., Müller, D. J. Multiparametric imaging of biological systems by force-distance curve–based AFM. Nature Methods. 10, 847-854 (2013).
  48. Takai, E., et al. Scanning electron microscope imaging of amyloid fibrils. American Journal of Biochemistry and Biotechnology. 10, 31-39 (2014).
  49. Dazzi, A., et al. AFM-IR: Combining atomic force microscopy and infrared spectroscopy for nanoscale chemical characterization. Applied Spectroscopy. 66, 1365-1384 (2012).
  50. Volpatti, L. R., et al. Micro- and nanoscale hierarchical structure of core-shell protein microgels. Journal of Materials Chemistry B. 4, 7989-7999 (2016).
  51. Galante, D., et al. A critical concentration of N-terminal pyroglutamylated amyloid beta drives the misfolding of Ab1-42 into more toxic aggregates. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 79, 261-270 (2016).
  52. Ruggeri, F. S., et al. Identification of oxidative stress in red blood cells with nanoscale chemical resolution by infrared nanospectroscopy. International Journal of Molecular Sciences. 19, 1-14 (2018).
  53. Ramer, G., Ruggeri, F. S., Levin, A., Knowles, T. P. J., Centrone, A. Determination of polypeptide conformation with nanoscale resolution in water. ACS Nano. 12 (7), 6612-6619 (2018).
  54. Dazzi, A., Prater, C. B. AFM-IR: Technology and applications in nanoscale infrared spectroscopy and chemical imaging. Chemical Reviews. 117, 5146-5173 (2017).
  55. Lahiri, B., Holland, G., Centrone, A. Chemical imaging beyond the diffraction limit: experimental validation of the PTIR technique. Small. 9 (3), 439-445 (2013).
  56. Ansaloni, A., et al. One-pot semisynthesis of exon 1 of the huntingtin protein: New tools for elucidating the role of posttranslational modifications in the pathogenesis of Huntington’s disease. Angewandte Chemie – International Edition. 53 (7), 1928-1933 (2014).
  57. Khalaf, O., et al. The H50Q mutation enhances α-synuclein aggregation, secretion, and toxicity. Journal of Biological Chemistry. 289, 21856-21876 (2014).
  58. Hellstrand, E., Boland, B., Walsh, D. M., Linse, S. Amyloid β-protein aggregation produces highly reproducible kinetic data and occurs by a two-phase process. ACS Chemical Neuroscience. 1, 13-18 (2010).
  59. Limbocker, R., et al. Trodusquemine enhances Aβ42 aggregation but suppresses its toxicity by displacing oligomers from cell membranes. Nature Communications. 10 (1), 225 (2019).
  60. Lu, F., Belkin, M. A. Infrared absorption nano-spectroscopy using sample photoexpansion induced by tunable quantum cascade lasers. Optics Express. 19, 1902-1904 (2011).
  61. Jiao, Y., Schäffer, T. E. Accurate height and volume measurements on soft samples with the atomic force microscope. Langmuir. 20, 10038-10045 (2004).
  62. Müller, D. J., Engel, A. The height of biomolecules measured with the atomic force microscope depends on electrostatic interactions. Biophysical Journal. 73, 1633-1644 (1997).
  63. Heymann, J. B., Moller, C., Muller, D. J. Sampling effects influence heights measured with atomic force microscopy. Journal Of Microscopy-Oxford. 207, 43-51 (2002).
  64. Marinello, F., Balcon, M., Schiavuta, P., Carmignato, S., Savio, E. Thermal drift study on different commercial scanning probe microscopes during the initial warming-up phase. Measurement Science and Technology. 22, 9 (2011).
  65. Marinello, F., Bariani, P., De Chiffre, L., Savio, E. Fast technique for AFM vertical drift compensation. Measurement Science and Technology. 18, 689-696 (2007).
  66. Ricci, D., Braga, P. C. Recognizing and avoiding artifacts in AFM imaging (Clifton, N.J.). Methods in Molecular Biology. 242, 25-27 (2004).
  67. Canale, C., Torre, B., Ricci, D., Braga, P. C., Braga, P. C., Ricci, D. Recognizing and avoiding artifacts in atomic force microscopy imaging. Atomic Force Microscopy in Biomedical Research. 736, 31-43 (2011).
  68. Marinello, F., Carmignato, S., Voltan, A., Savio, E., De Chiffre, L. Error Sources in Atomic Force Microscopy for Dimensional Measurements: Taxonomy and Modeling. Journal of Manufacturing Science and Engineering. 132, 030903 (2010).
  69. Ukraintsev, E., Kromka, A., Kozak, H., Reme, Z., Rezek, B., Frewin, C. L. Artifacts in Atomic Force Microscopy of Biological Samples. Atomic Force Microscopy Investigations into Biology – From Cell to Protein. , (2012).
  70. Tsukruk, V. V., Singamaneni, S. . Scanning Probe Microscopy of Soft Matter: Fundamentals and Practices. , (2011).

Tags

Keywords: Protein AggregatesInfrared NanospectroscopyAtomic Force MicroscopySingle Molecule MethodsBiomolecular ProcessesNano ScaleHeterogeneous SystemsProtein AggregationBiomaterialsDrug DeliveryAFM ParametersAFM ImagingAFM CantileverAFM Laser BeamAFM Deflected BeamAFM OscillationAFM Resonance
check_url/de/60108?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Diesen Artikel zitieren
Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Chia, S., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Characterizing Individual Protein Aggregates by Infrared Nanospectroscopy and Atomic Force Microscopy. J. Vis. Exp. (151), e60108, doi:10.3791/60108 (2019).
Zitat herunterladen
Nachdrucke und Berechtigungen

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image