Summary

Infection chronique, aigue et réactivée du VIH dans des modèles de souris immunodéficientes humanisés

Published: December 03, 2019
doi:

Summary

On décrit ici trois approches expérimentales pour étudier la dynamique de l’infection par le VIH chez les souris humanisées. Le premier permet l’étude des événements d’infection chronique, tandis que les deux derniers permettent l’étude des événements aigus après l’infection primaire ou la réactivation virale.

Abstract

Les sourisnulles humanisées de NOD/SCID/IL-2 de récepteur de chaîne de NOD/SCID/IL-2 récapitulent certaines caractéristiques de l’immunité humaine, qui peuvent être exploitées dans la recherche fondamentale et préclinique sur des maladies infectieuses. Décrit ici sont trois modèles de souris immunodéficientes humanisées pour étudier la dynamique de l’infection par le VIH. La première est basée sur l’injection intrahépatique de cellules souches hématopoïétiques CD34chez les souris nouveau-nées, ce qui permet la reconstitution de plusieurs cellules confinées dans le sang et les lymphoïdes, suivies d’une infection par une souche de référence du VIH. Ce modèle permet de surveiller jusqu’à 36 semaines après l’infection et est donc appelé le modèle chronique. Les deuxième et troisième modèles sont appelés modèles aigus et de réactivation, dans lesquels les cellules mononucléaires périphériques de sang sont injectées par voie intrapéritone chez les souris adultes. Dans le modèle aigu, les cellules d’un donneur sain sont greffées par la voie intrapéritonéale, suivies d’une infection par une souche de référence du VIH. Enfin, dans le modèle de réactivation, les cellules d’un donneur infecté par le VIH sous traitement antirétroviral sont greffées par voie intrapéritonéale. Dans ce cas, un environnement sans drogue chez la souris permet la réactivation du virus et une augmentation de la charge virale. Les protocoles fournis ici décrivent l’approche expérimentale conventionnelle pour les modèles humains et immunodéficients de souris de l’infection par le VIH.

Introduction

Le modèle humanisé de souris NOD/SCID/interleukin (IL)-2 récepteur (ci-après appelé huNS -chaînenulle)modèle de souris a été largement utilisé pour étudier la pathogénie des infections, l’auto-immunité, et le cancer, ainsi que pour les études précliniques des médicaments et des thérapies à base de cellules humaines1,2. Ces souris sont basées sur un fond diabétique non-obèse (NOD), avec la mutation cid et la mutation ciblée au locus de chaîne de récepteur d’IL-2 (chaîne commune pour IL-2, IL-4, IL-7, IL-9, IL-15, et IL-21), qui induisent une altération grave dans le développement des cellules de t-, b-, et de tueur naturel (NK) de souris1. Ainsi, ils soutiennent l’engraftment des tissus humains, des cellules souches hématopoïétiques (HSC) humaines CD34 et humaines, et des cellules mononucléaires sanguines périphériques humaines (PBMC)3,4,5. En outre, l’expression transgénique des facteurs hématopoïétiques humains, tels que le facteur de cellules souches (SCF), le facteur de stimulation de colonie de granulocyte/macrophage (GM-CSF), et IL-3 favorise l’engraftment des populations myéloïdes humaines6,7,8.

Pour les études sur le VIH, plusieurs modèles de sourisnulles à chaîne huNS ont été décrits, qui diffèrent dans la souche de souris, le type de cellules humaines utilisées, le type de tissus pour l’engraftment, et l’origine des cellules (c.-à-d., sain vs. donneur infecté par le VIH)9,10. La souche originale, cependant, est largement utilisée en raison des niveaux élevés de greffe de cellules humaines et de réplication virale après l’infection avec une souche de référence du VIH11,12,13. Souches de souris immunodéficientes similaires avec expression transgénique de facteurs hématopoïétiques humains (p. ex., NOG-EXL ou NSG-SGM3) ou avec des implants de foie humain et de tissus thymus (souris de moelle-foie-thymus [BLT]) sont utiles pour évaluer le rôle des populations myéloïdes dans la réponse immunitaire anti-VIH, les effets du VIH sur ces tissus, et leur participation en tant que réservoirs viraux14,15. En outre, certaines souches avec l’expression transgénique des molécules humaines d’antigène de leucocyte (HLA), aussi bien que des souris de BLT, peuvent être employées pour étudier la réponse de T-cell à l’infection de HIV16,17.

En général, chez ces souris, l’humanisation dépend de l’origine cellulaire, de la voie d’accouchement (intrapéritonéal, intrahépatique, intraveineuse, intracardiaque) et de l’âge de la souris au moment de l’engraftment18,19,20. En ce qui concerne l’origine cellulaire, l’homme CD34 HSC dérivé du sang de cordon, du foie foetal, ou du sang périphérique mobilisé peut être injecté chez les souris nouveau-nées ou jeunes3,21. En outre, les sourisnulles adultes en chaîne de chaîne peuvent être humanisées par l’injection de PBMC (ici, appelée sourisnulles de la chaîne hu-PBL-NS), permettant la circulation temporelle de ces cellules dans le sang, les organes lymphoïdes secondaires et les tissus enflammés22,23,24.

Décrit ici est un protocole détaillé pour l’établissement de huNS -chaîne des modèles de sourisnulles pour l’étude de l’infection par le VIH. Le premier est le modèle chronique, dans lequel les CD34humains et les HSC dérivés du sang de cordon ombilical d’un donneur sain sont injectés chez des souris nouveau-nées, suivis d’une infection par une souche de référence du VIH après 14 semaines de reconstitution du système immunitaire humain. Ce modèle permet de surveiller les souris jusqu’à 36 semaines après l’infection. Le deuxième modèle est un modèle aigu, dans lequel les PBMC dérivés d’un donneur sain sont injectés chez des sourisnulles adultes de la chaîne NS, suivies d’une infection par une souche de référence du VIH après 3 semaines d’expansion des lymphocytes T humains chez la souris. Enfin, le troisième modèle est le modèle de réactivation, dans lequel les PBMC dérivés d’un donneur infecté par le VIH sous traitement antirétroviral suppressif (TAR) sont injectés chez des sourisadultes à chaîne NS. Dans ce cas, un environnement sans drogue permet la réactivation virale et l’augmentation de la charge virale. Les deux derniers modèles permettent une surveillance jusqu’à 9 semaines après l’engraftment.

Dans l’ensemble, ces trois modèles sont utiles pour les études virologiques, les études précliniques de nouveaux médicaments et l’évaluation des effets de l’infection par le VIH sur la réponse immunitaire mondiale. Il est également important de considérer que l’utilisation de souris infectées par le VIH doit être examinée et approuvée par le Comité institutionnel de biosécurité (BAC) ainsi que par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) avant toute expérience. Cela garantit que l’étude suit toutes les réglementations institutionnelles internes et externes pour l’utilisation de matières biologiques dangereuses et la manipulation humaine d’animaux expérimentaux.

Protocol

Dans le cadre de ce travail, tous les soins et procédures pour animaux ont été exécutés selon des protocoles examinés et approuvés par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’École de médecine de l’Université du Maryland (numéros de protocole 1018017, 1018018 et 0318009). 1. L’engraftment humain de CD34et de HSC des souris nouveau-nées Utilisez toujours de l’équipement de protection personnelle jetable (EPI), y compris des …

Representative Results

Comme décrit ci-dessus, à 14 semaines après l’injection de HSC (modèle chronique) ou à 3 semaines d’injection post-PBMC (modèles aigus et de réactivation), les souris sont saignées pour le dépistage du niveau d’engraftment des cellules humaines par cytométrie de flux. Une stratégie de gating représentative pour l’évaluation de 1) CD45 humainet la reconstitution des cellules et 2) le pourcentage de CD4 et de CD8et les lymphocytes T est indiqué dans la figure <strong class="xf…

Discussion

D’importants progrès ont été réalisés dans le développement de souches de souris immunodéficientes pour l’humanisation, avec un certain nombre d’options différentes qui peuvent être utilisées selon l’intérêt de la recherche1. Fourni ici est un protocole général pour l’humanisation des sourisnulles n.-chaîne NS et souches génétiquement similaires à employer dans trois modèles différents pour étudier l’infection par le VIH. Dans la première approche expérimentale, l…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par des fonds internes de la division clinique IHV à JCZ.

Materials

0. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3735.S.X
1. 5 ml Microcentrifuge tubes Neptune 3745.S.X
10 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0010
15 ml conical tubes Stellar scientific T15-600
25 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0025
5 ml Serologial pipetes stellar sceintific VL-4090-0005
50 ml conical tubes Stellar scientific T50-600
ACK lysis buffer Quality biological 118-156-101
Alcohol prep pads Fisher scientific 06-669-62 Sterile
Anti-Human CD3 clone UCHT1 Biolegend 300439 APC conjugated
Anti-Human CD4 clone OKT4 Biolegend 317420 AF488 conjugated
Anti-Human CD45 clone 2D1 Biolegend 368522 BV421 conjugated
Anti-Human CD8 clone SK1 Biolegend 344710 PerCP-Cy5.5 conjugated
Biosafaty cabinet level 2 If posible connected to an exauste chimeny when handling Isoflurane
Bonnet Fisher scientific 17-100-900 Single use cap for basic protection
Cavicide Metrex 13-1000 Surface desinfectant
CD34+ cells Lonza 2C-101 As many vials available from a single donor
Centrifuge Beckman 65-6KR
Clear jar Amazon 77977
Cotton gauze pad Fisher scientific 22-415-468 Sterile
Disposable lab coats Fisher scientific 19-472-422
EDTA micro tubes Greiner bio-one 450480
Face Mask Fisher scientific 17-100-897
FACS lysing solution BD 340202
FBS premium HI Atlanta biologicals S1115OH
Ficoll GE health one 17-1440-02
Flow cytometer We used FACS Aria II
Flow cytometry tubes Falcon 352054 5 ml polystyrene and round bottom
HIV BaL Prepared in our uQUANT core facility
Human PBMCs HIV positive and negative volunteers
Infrared warming pad Venet scientific DCT-25 Temporary therapeutic warming pad for small animals
Isentress (Raltegravir) Merck NSC 0006-0227061 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Integrase inhibitor
Isoflurane Henry Schein NDC 11695-6776-2
Mark I irradiator Equipment belonging to university of Maryland
Micro pipettes
Microcentrifuge Eppendorf
Mouse ear tags National Band & Tag company 1005-1L1
Natelson blood collection tubes Fisher scientific 02-668-10
NOG-EXL Taconic HSCFTL-13395-F
NSG mice Jackson 5557 Time pregnant females for CD34 engraftment and Juveniles for PBMCs engraftment
NSG-SGM3 Jackson 13062
Paraformaldehyde 16% Electron microscopy sciences 15710
PBS 1X pH 7.4 Gibco 100-10-023
Petri dishes Fisher scientific 08-757-28
Quantistudio qPCR machine Thermo QS3
Reagent reservoirs Costar 4870
RPMI media 1640 1X Gibco 11875-093
Shoe covers Fisher scientific 17-100-911
Sterile disposable Gloves Microflex SUF-524
SuperScript II First-Strand Synthesis SuperMix Invitrogen 10080-400 cDNA synthesis
Syringes 28-G x 1/2 BD 329-461
Syringes 29-G x 1/2 BD 324-702
Truvada (Emtricitabine and Tenofovir Gilead NDC 61958-0701-1 Antiretroviral medication to treat human immunodeficiency virus (HIV)-Nicleoside analog-transcriptase inhibitor
Trypan blue Sigma T8154 Cell count and viability
Vick Vaporub School health 43214 Ointment based on menthol and eucalyptus
Water molecular biology grade Quality biological 351-029-131

Referenzen

  1. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunology. 7, 118-130 (2007).
  2. Koboziev, I., et al. Use of humanized mice to study the pathogenesis of autoimmune and inflammatory diseases. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (7), 1652-1673 (2015).
  3. Ito, M., et al. NOD/SCID/γcnull mouse: An excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
  4. Ishikawa, F., et al. Development of functional human blood and immune systems in NOD/SCID/IL2 receptor {gamma} chain(null) mice. Blood. 106 (5), 1565-1573 (2005).
  5. Kim, K. C., et al. A Simple Mouse Model for the Study of Human Immunodeficiency Virus. AIDS research and human retroviruses. 32 (2), 194-202 (2016).
  6. Wunderlich, M., et al. AML xenograft efficiency is significantly improved in NOD/SCID-IL2RG mice constitutively expressing human SCF, GM-CSF and IL-3. Leukemia. 24 (10), 1785-1788 (2010).
  7. Billerbeck, E., et al. Development of human CD4+FoxP3+ regulatory T cells in human stem cell factor-, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-, and interleukin-3-expressing NOD-SCID IL2Rγnull humanized mice. Blood. 117 (11), 3076-3086 (2011).
  8. Coughlan, A. M., et al. Myeloid Engraftment in Humanized Mice: Impact of Granulocyte-Colony Stimulating Factor Treatment and Transgenic Mouse Strain. Stem cells and development. 25 (7), 530-541 (2016).
  9. Kumar, P., et al. T Cell-Specific siRNA Delivery Suppresses HIV-1 Infection in Humanized Mice. Cell. 134 (4), 577-586 (2008).
  10. Victor Garcia, J. Humanized mice for HIV and AIDS research. Current Opinion in Virology. 19, 56-64 (2016).
  11. Araínga, M., Su, H., Poluektova, L. Y., Gorantla, S., Gendelman, H. E. HIV-1 cellular and tissue replication patterns in infected humanized mice. Scientific Reports. 6, 1-12 (2016).
  12. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational ART. Journal of Virology. 92 (7), 2118 (2018).
  13. Medina-Moreno, S., et al. Targeting of CDK9 with indirubin 3’-monoxime safely and durably reduces HIV viremia in chronically infected humanized mice. PLoS ONE. 12 (8), 1-13 (2017).
  14. Honeycutt, J. B., et al. Macrophages sustain HIV replication in vivo independently of T cells. The Journal of Clinical Investigation. 126 (4), 1353-1366 (2016).
  15. Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. HIV Replication in Humanized IL-3/GM-CSF-Transgenic NOG Mice. Pathogens. 8 (33), 1-16 (2019).
  16. Akkina, R., et al. Improvements and Limitations of Humanized Mouse Models for HIV Research: NIH/NIAID “Meet the Experts” 2015 Workshop Summary. AIDS Research and Human Retroviruses. 32 (2), 109-119 (2015).
  17. Dudek, T. E., Allen, T. M. HIV-Specific CD8+ T-Cell Immunity in Humanized Bone Marrow-Liver-Thymus Mice. The Journal of Infectious Diseases. 208, 150-154 (2013).
  18. Skelton, J. K., Ortega-Prieto, A. M., Dorner, M. A Hitchhiker’s guide to humanized mice: new pathways to studying viral infections. Immunology. 154, 50-61 (2018).
  19. Pearson, T., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Creation of “humanized” mice to study human immunity. Current Protocols in Immunology. , (2008).
  20. Hasgur, S., Aryee, K. E., Shultz, L. D., Greiner, D. L., Brehm, M. A. Generation of Immunodeficient Mice Bearing Human Immune Systems by the Engraftment of Hematopoietic Stem Cells. Methods in molecular biology. 1438, 67-78 (2016).
  21. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of Immunology. 174 (10), 6477-6489 (2005).
  22. King, M., et al. A new Hu-PBL model for the study of human islet alloreactivity based on NOD-scid mice bearing a targeted mutation in the IL-2 receptor gamma chain gene. Clinical Immunology. 126 (3), 303-314 (2008).
  23. King, M. A., et al. Human peripheral blood leucocyte non-obese diabetic-severe combined immunodeficiency interleukin-2 receptor gamma chain gene mouse model of xenogeneic graft-versus-host-like disease and the role of host major histocompatibility complex. Clinical and Experimental Immunology. 157 (1), 104-118 (2009).
  24. Covassin, L., et al. Human peripheral blood CD4 T cell-engrafted non-obese diabetic-scid IL2rgamma(null) H2-Ab1 (tm1Gru) Tg (human leucocyte antigen D-related 4) mice: a mouse model of human allogeneic graft-versus-host disease. Clinical and experimental immunology. 166 (2), 269-280 (2011).
  25. Heredia, A., et al. Targeting of mTOR catalytic site inhibits multiple steps of the HIV-1 lifecycle and suppresses HIV-1 viremia in humanized mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (30), 9412-9417 (2015).
  26. Nair, A., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  27. Miller, P. H., et al. Analysis of parameters that affect human hematopoietic cell outputs in mutant c-kit-immunodeficient mice. Experimental Hematology. 48, 41-49 (2017).
  28. Murphy, W. J., et al. Induction of T cell differentiation and lymphomagenesis in the thymus of mice with severe combined immune deficiency (SCID). Journal of Immunology. 153 (3), 1004-1014 (1994).
  29. Poluektova, L. Y., et al. Humanized Mice as Models for Human Disease. Humanized Mice for HIV Research. , 15-24 (2015).
  30. Nakata, H., et al. Potent anti-R5 human immunodeficiency virus type 1 effects of a CCR5 antagonist, AK602/ONO4128/GW873140, in a novel human peripheral blood mononuclear cell nonobese diabetic-SCID, interleukin-2 receptor gamma-chain-knocked-out AIDS mouse model. Journal of Virology. 79 (4), 2087-2096 (2005).
  31. Terahara, K., et al. Fluorescent Reporter Signals, EGFP, and DsRed, Encoded in HIV-1 Facilitate the Detection of Productively Infected Cells and Cell-Associated Viral Replication Levels. Frontiers in Microbiology. 2, 280 (2012).
  32. Nicolini, F. E., Cashman, J. D., Hogge, D. E., Humphries, R. K., Eaves, C. J. NOD/SCID mice engineered to express human IL-3, GM-CSF and Steel factor constitutively mobilize engrafted human progenitors and compromise human stem cell regeneration. Leukemia. 18 (2), 341-347 (2004).
  33. Cyster, J. G., et al. Follicular stromal cells and lymphocyte homing to follicles. Immunological Reviews. 176, 181-193 (2000).
  34. Seung, E., Tager, A. M. Humoral Immunity in Humanized Mice: A Work in Progress. Journal of Infectious Diseases. 208, 155-159 (2013).
  35. Wahl, A., Victor Garcia, J. The use of BLT humanized mice to investigate the immune reconstitution of the gastrointestinal tract. Journal of Immunological Methods. 410, 28-33 (2014).
  36. Suzuki, M., et al. Induction of human humoral immune responses in a novel HLA-DR-expressing transgenic NOD/Shi-scid/γc null mouse. International Immunology. 24 (4), 243-252 (2012).
  37. Ali, N., et al. Xenogeneic Graft-versus-Host-Disease in NOD-scid IL-2Rγnull Mice Display a T-Effector Memory Phenotype. PLoS ONE. 7 (8), 1-10 (2012).
  38. Brehm, M. A., Wiles, M. V., Greiner, D. L., Shultz, L. D. Generation of improved humanized mouse models for human infectious diseases. Journal of Immunological Methods. 410, 3-17 (2014).
  39. Hakre, S., Chavez, L., Shirakawa, K., Verdin, E. HIV latency: experimental systems and molecular models. FEMS Microbiology Reviews. 36 (3), 706-716 (2012).
  40. Wu, F., et al. TRIM5α Restriction Affects Clinical Outcome and Disease Progression in Simian Immunodeficiency Virus-Infected Rhesus Macaques. Journal of Virology. 89 (4), 2233 (2015).

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Perdomo-Celis, F., Medina-Moreno, S., Heredia, A., Davis, H., Bryant, J., Zapata, J. C. Chronic, Acute, and Reactivated HIV Infection in Humanized Immunodeficient Mouse Models. J. Vis. Exp. (154), e60315, doi:10.3791/60315 (2019).

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