JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Ergebnisse
Discussion
Offenlegungen
Acknowledgements
Materials
Referenzen
Automatische Übersetzung
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurowissenschaften

Sıçandaki Tibialis Ön Kasının Maksimum İzometrik Tetanik Kuvvet Ölçümü

Published: June 26, 2021
doi:
10.3791/61926
, , , , ,
1Department of Orthopedic Surgery,Mayo Clinic, 2Radboud University Medical Center, Radboud Institute for Health Sciences, Department of Plastic Surgery, Nijmegen, The Netherlands

Summary

Motor geri kazanımın değerlendirilmesi deneysel periferik sinir çalışmalarında kıyaslama sonucu ölçüsü olmaya devam etmektedir. Sıçandaki tibialis ön kasının izometrik tetanik kuvvet ölçümü, siyatik sinir kusurlarının yeniden yapılandırılmasından sonra fonksiyonel sonuçları değerlendirmek için paha biçilmez bir araçtır. Yöntemler ve nüanslar bu makalede ayrıntılı olarak açıklanmıştır.

Abstract

Travmatik sinir yaralanmaları önemli fonksiyonel kayıplara neden olmakta ve segmental sinir defektleri genellikle otolog interpozisyon sinir greftlerinin kullanılmasını gerektirmektedir. Sınırlı mevcudiyeti ve ilişkili donör yan morbiditesi nedeniyle, sinir yenilenmesi alanındaki birçok çalışma segmental sinir boşluğunun kapatılması için alternatif tekniklere odaklanmaktadır. Cerrahi veya farmakolojik deneysel tedavi seçeneklerinin sonuçlarını araştırmak için, sıçan siyatik sinir modeli genellikle biyoassay olarak kullanılır. Sinir yenilenmesinin boyutunu belirlemek için sıçan modellerinde kullanılan çeşitli sonuç ölçümleri vardır. Hedef kasın maksimum çıkış kuvveti deneysel tedavilerin klinik çevirisi için en uygun sonuç olmaya devam etmektedir. Tetanik kas kasılmasının izometrik kuvvet ölçümü daha önce hem sıçan hem de tavşan modellerinde sinir yaralanması veya onarımı sonrası motor iyileşmeyi değerlendirmek için tekrarlanabilir ve geçerli bir teknik olarak tanımlanmıştır. Bu videoda, optimize edilmiş parametreler kullanılarak bir sıçan siyatik sinir kusuru modelinde tibialis ön kasının fonksiyonel iyileşmesinin değerlendirilmesi için bu paha biçilmez prosedürün adım adım talimatını sağlayacağız. Ortak peroneal sinir ve tibialis ön kas tendonunun cerrahi yaklaşımına ve diseksiyona ek olarak gerekli ameliyat öncesi hazırlıkları açıklayacağız. İzometrik tetanik kuvvet ölçüm tekniği detaylandırılacaktır. Optimal kas uzunluğunun ve uyaran nabız frekansinin belirlenmesi açıklanır ve maksimum tetanik kas kasılmasının ölçülmesi gösterilmiştir.

Introduction

Travmatik periferik sinir hasarı sonrasında motor fonksiyon kaybı hastaların yaşam kalitesi ve sosyoekonomik durumu üzerinde önemli bir etkiye sahiptir1,2,3. Bu hasta popülasyonunun prognozu, cerrahi tekniklerde yıllar içinde en az iyileşme nedeniyle zayıf kalmaktadır4. Doğrudan uç-uç gerilimsiz epineural onarım, altın standart cerrahi rekonstrüksiyonu oluşturur. Bununla birlikte, otolog bir sinir greftinin uzun sinir boşlukları interpozisyonunun olduğu durumlarda üstün olduğu kanıtlanmıştır5,6. İlişkili donör bölgesi morbiditesi ve otolog sinir greftlerinin sınırlı mevcudiyeti alternatif tekniklere ihtiyaç getirmiştir7,8.

Deneysel hayvan modelleri periferik sinir rejenerasyon mekanizmasını aydınlatmak ve çeşitli rekonstrüktif ve farmakolojik tedavi seçeneklerinin sonuçlarını değerlendirmek için kullanılmıştır8,9. Sıçan siyatik sinir modeli en sık kullanılan hayvan modelidir10. Küçük boyutları onları idare etmeyi ve barındırmayı kolaylaştırır. Üstün nörojeneratif potansiyelleri nedeniyle, müdahale ve sonuçların değerlendirilmesi arasındaki sürenin azalması nispeten daha düşük maliyetlere neden olabilir11,12. Kullanımının diğer avantajları arasında insan sinir lifleri ile morfolojik benzerlikler ve karşılaştırmalı /tarihi çalışmaların yüksek sayısı13. İkincisine dikkatli yaklaşılması gerekmesine rağmen, çalışmalar arasındaki çok çeşitli farklı sonuç önlemleri sonuçları karşılaştırmayı zorlaştırdığından14 , 15,16,17,18.

Sinir rejenerasyonunu değerlendirmek için sonuç önlemleri elektrofizyolojiden histomomorfolojiye kadar uzanır, ancak bu yöntemler bir korelasyon anlamına gelmez, ancak motor fonksiyonun geri dönüşünü doğrudan ölçmez14,15. Sinir liflerinin yenilenmesi, fonksiyonel bağlantı sayısının 14 , 15,19,20‘nin fazla tahmin edilmesine neden olabilecek uygun bağlantılar kuramayabilir. Son organların doğru reinnervasyonunu göstermek için en iyi ve klinik olarak en alakalı ölçüm kas fonksiyonu21 , 22,23‘ ün değerlendirilmesine devam etmektedir. Bununla birlikte, hayvan modelleri için motor fonksiyon değerlendirme araçları oluşturmak zordur. Medinaceli ve ark. ilk olarak deneysel periferik sinir çalışmalarında fonksiyonel iyileşmeyi değerlendirmek için en sık kullanılan yöntem olan yürüyüş parkuru analizini tanımladı21 , 24,25,26,27,28. Yürüyüş yolu analizi, yürüyen sıçanlardan gelen pençe izlerinin ölçümlerine dayanarak siyatik fonksiyonel indeksi (SFI) ölçen21,29. Ayak baş parmak kontrtrüktürleri, otomutilasyon, baskının lekelenmesi ve diğer reennervasyon önlemleriyle zayıf korelasyon gibi yürüyüş parkuru analizinin büyük sınırlamaları, fonksiyonel iyileşmenin nicelemesi için diğer parametrelerin kullanılmasını zorunlu kılmış30,31.

Lewis sıçanlar32 ve Yeni Zelanda tavşanları33önceki çalışmalarda, tibialis ön (TA) kası için izometrik tetanik kuvvet (ITF) ölçümünü doğruladık ve farklı sinir onarımı 34 , 35, 36,37,38,39türlerinden sonra kas iyileşmesinin değerlendirilmesinde etkinliğini gösterdik. TA kası, nispeten büyük boyutu, siyatik sinirin peroneal dalı tarafından innervasyonu ve iyi aydınlanmış biyokimyasal özellikleri nedeniyle çok uygundur40,41,42,43. Kas uzunluğu (ön yük kuvveti) ve elektrik parametreleri optimize edildiğinde ITF, sıçan 32 ve tavşan33’te sırasıyla% 4.4 ve% 7.5 arasında yan yana değişkenlik sağlar.

Bu makalede, sıçan siyatik sinir modelinde ITF ölçümünün, gerekli ameliyat öncesi planlamanın, cerrahi yaklaşımın ve yaygın peroneal sinirin ve distal TA kas tendonunun diseksiyonunun kapsamlı bir açıklaması da dahil olmak üzere ayrıntılı bir protokolü sağlanmıştır. Uyaran yoğunluğu ve süresi için önceden belirlenmiş değerler kullanılarak, en uygun kas uzunluğu ve uyaran darbe frekansı tanımlanacaktır. Bu dört parametre ile ITF daha sonra tutarlı ve doğru bir şekilde ölçülebilir.

Protocol

Tüm hayvan işlemleri Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC A334818) onayı ile gerçek gerçekleştirildi. 1. Kuvvet dönüştürücünün kalibrasyonu Bilgisayarın USB-6009 çok işlevli I/O veri toplama (DAQ) aygıtına düzgün bir şekilde bağlandığından emin olun, bu da kuvvet dönüştürücüye bağlanmalıdır.NOT: Diğer sıçan suşları ve türleri, daha yüksek kuvvetler beklendiğinden farklı bir yük hücresi kuvvet dönüştürücüsü gerekti…

Representative Results

ITF ölçümünü ölçmek için beş parametre kullanılır. Bunlar arasında kas gerginliği (ön yük kuvveti), uyaran yoğunluğu (voltaj), uyaran darbe frekansı, 0,4 ms uyaran süresi ve 2 ms gecikme saydır. ITF’yi ölçmeden önce, parametre testi sırasında 2 V şiddette iki tek seğirme kas kasılması kullanılarak en uygun kas gerginliği belirlenmek zorundadır. Bu uyaranlar pençenin dorsiflexion neden ve VI grafik üzerinde bir çıkış sinyali üretmek (Şekil 5). Bu tek se…

Discussion

Bu protokol, sıçan modelinde TA kasının doğru maksimum ITF ölçümlerini elde etmek için daha önce doğrulanmış bir yöntemi açıklar32. Deneysel sinir rekonstrüksiyon tedavilerinden sonra maksimum gücün geri kazanılması, sinirin sadece yenilenmediğini, aynı zamanda hedef kas ile çalışma bağlantıları yaptığını kanıtladığı için klinik ortamda birincil ilgi alanıdır. ITF, sıçan siyatik sinir modeli32gibi küçük bir sinir boşluğu modeli…

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu yayında bildirilen araştırmalar, Ro1 NS 102360 Ödül Numarası altında Ulusal Nörolojik Bozukluklar ve Ulusal Sağlık Enstitüleri İnme Enstitüsü tarafından desteklendi. İçerik sadece yazarların sorumluluğundadır ve Ulusal Sağlık Enstitülerinin resmi görüşlerini temsil etmek zorunda değildir.

Materials

0.9% Sodium Chloride Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA G130203
1 mm Kirshner wires Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ N/A
Adson Tissue Forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-6801226
Bipolar electrode cables Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Bipolar stimulator device Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Cotton-tip Applicators Cardinal Health, Waukegan, IL, USA C15055-006
Curved Mosquito forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-1201112
Force Transducer MDB-2.5 Transducer Techniques, Temecula, CA N/A
Gauze Sponges 4×4 Covidien, Mansfield, MA, USA 2733
Ground cable Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Isoflurane chamber N/A N/A Custom-made
Ketamine Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ 42023-115-10
LabView Software National Instruments, Austin, TX
Loop N/A N/A Custom-made
Microsurgical curved forceps ASSI, Westbury, NY, USA JFA-5B
Microsurgical scissors ASSI, Westbury, NY, USA SAS-15R-8-18
Microsurgical straight forceps ASSI, Westbury, NY, USA JF-3
Retractor ASSI, Westbury, NY, USA AG-124426
Scalpel Blade No. 15 Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA 371115
Slim Body Skin Stapler Covidien, Mansfield, MA, USA 8886803512
Subminiature electrode Harvard Apparatus, Holliston, MA N/A
Surgical Nerve Stimulator Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA 9094
Terrell Isoflurane Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA H961J19A
Testing platform N/A N/A Custom-made
Tetontomy Scissors ASSI, Westbury, NY, USA ASIM-187
Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch Fisher Scientific, Waltham, MA, USA S407992
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device National Instruments, Austin, TX 779026-01
Vacuum Base Holder Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal N/A Attached clamp is custom-made
Weight (10 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820010.4
Weight (20 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820020.4
Weight (50 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820050.4
Xylazine Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada 1XYL002
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referenzen

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the “de Medinaceli” and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
  50. Paul, R. J., Sperelakis, N. . Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). , 801-821 (2012).

Tags

Isometric Tetanic ForceTibialis Anterior MuscleRatSciatic Nerve InjuryNerve ReconstructionNerve Defect ModelNerve AllograftNerve ConduitMotor Function RecoveryCommon Peroneal NerveForce TransducerCalibrationAnesthesiaHindlimb

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Diesen Artikel zitieren
Bedar, M., Saffari, T. M., Friedrich, P. F., Giusti, G., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat. J. Vis. Exp. (172), e61926, doi:10.3791/61926 (2021).
Zitat herunterladen
Nachdrucke und Berechtigungen

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image