מניפולציות גנטיות רבות ו / או זריקות intramyocardial של גנים, חלבונים, תאים, ו / או biomaterials באים על גבי מימד הזמן במחקרים של פגיעה איסכמיה / reperfusion חריפה שיפוץ כרונית בעכברים. וידאו זה ממחיש את הליכי microsurgical עבור איסכמיה / reperfusion, קשירת עורק כלילי קבע, ומחקרים הזרקת intramyocardial.
Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling.
Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy.
Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed.
Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.
מחלת לב כלילית ממשיך להיות בריאות epidemiologically ו כספית משמעותית בעיה ציבורית. מחקר בסיסי ניכרת עדיין יש צורך להבין את המנגנונים שבאמצעותם פציעה שיפוץ להתקדם ואיך הרפוי פוטנציאליים עשויה לווסת את התהליכים האלה, אם הם להיות מפותחים לשימוש קליני. המכרסמים הנפוץ ביותר ואת מגוון רחב של עכברים מהונדסים גנטית זמין עושה את זה מין מודל אטרקטיבי יותר.
אמנם יש הבדלים בין עכברים מינים אחרים, יש יתרונות רבים למודל Murine. שימוש בהיקף לנתח פשוט או זכוכית מגדלת ותנאי מואר היטב כדי לאפשר את vasculature בקלות לראות (ברוטו עבור האנטומיה מפורט של כלי הדם, ראה Salto-Tellez et al. 2004, 13). כדי להפחית את הסיכון לתמותה לאחר הניתוח, חשוב מאוד כדי למנוע ניתוק כלי גדול מאז נפח הדם הכולל של עכבר 25 גרם פחות מ 2ml 14. במקרה של דימום יתר מתרחשת, יישום עדין של לחץ או צריבה לאתר ניתן להשתמש כדי לעצור את הדימום.
הליך זה יכול להיות גם שינוי במגוון של דרכים. למשל, בעכברים ניתן בהרדמה באמצעות isoflurane, קטמין / xylazine, או נתרן pentobarbital ובחירת המתאימה נקבעת על פי משך הזמן של פרוטוקול 15-18. רפלקס הבוהן קמצוץ הוא המדד הנפוץ ביותר של עומק ההרדמה. יתר על כן, כדי לשפר את הסיכוי להישרדות ארוכת טווח, חוקרים אחדים להשתמש בסמים antiarrhythmic כגון לידוקאין כדי להפחית את השכיחות של הפרעות קצב קטלניות 19,20 עם זאת, יש לקחת בחשבון כי זה לאחרונה הראו תכונות antiapoptotic ב חריפה מודל 21. כמו כן, כדי להפחית את הכאב שלאחר הניתוח, משככי כאבים כגון עצירות יכולה להינתן במשך 48 השעות הראשונות לאחר הניתוח 3,16,17,22,23. כדי לשמור על טמפרטורת הגוף בזמן ניתוח (בעיקר בפרוטוקולים יותר), בדיקה רקטלית בסדרה עם כרית חימום משמש לעתים קרובות במקום כרית מקורר באופן איזוטרמי. עבור איסכמיה / reperfusion ו / או איסכמי מראש או postconditioning: את משך הזמן של חסימה (ים) ו reperfusion (ים) ניתן לשנות, כי חסימה קבועה, בגודל של האוטם עשוי להיות שונה על ידי התאמת המיקום של המיתר; עבור זריקות intramyocardial (תאים למשל, חלבונים), לא יכולה להיות במקומות 1-3 הזרקת ונפח לכל זריקה יכול להיות עד 15 24 μl. אם התאים להיות מוזרק, מד המחט בשימוש (בדרך כלל 26-30) 5,25,26 יש לבחור בהתבסס על גודל התאים כך את הקוטר הפנימי של המחט הוא גדול מספיק כדי למנוע את הסתייגותו. כדי למנוע בלבול עקב תהליכים דלקתיים מופעלות על ידי הניתוח, חוקרים אחדים דיווחו על שימוש מוקש כי היא מניפולציה vivo לשעבר כדי לחסום את ליבם ואת reperfuse בעכבר החזה סגור בשלב כלשהו לאחר הניתוח 27-29. לאחרונה, גאו et al. 30 הראו כי חסימה זמניים וקבועים יכול להתבצע ללא צורך אוורור במעבדות ספורות החלו להשתמש אולטרסאונד כדי לבצע סגור החזה intramyocardial זריקות 25,31.
מאז המחקר הראשון הוכחת ההיתכנות של ligating לב כלילית אצל עכברים פורסם על ידי ג 'ונס ו אולסון בשנת 1954 32, ורבים אחרים אימצו את מודל שונה הוא ללמוד היבטים שונים של פגיעה בשריר הלב שיפוץ 3,33-45. טבעו של עכברים מבחינת גודל, יכולת הרבייה, והוצאות יחסית פחות לרכישה ותחזוקה להפוך את זה למין כלי מושך עבור מגוון רחב של מחקרים פיזיולוגי pathophysiologic. ככל המזעור של הטכנולוגיה עבור הדמיה ההתקדמות vivo 46-49, כמו גם האמצעים לבצע ולנתח הגנומיקה בקנה מידה גדול proteomics, הקרנת סמים, היעילות של טיפולים מבוססי תאים ו / או חלבון, כמו גם biomaterials 50-64, בשילוב עם מגוון רחב יותר ויותר של מניפולציות גנטיות המוענקת על ידי רקמה או בכל מקום העכברים הטרנסגניים או מוטציה / בנוקאאוט ספציפי, המודל Murine של אוטם שריר הלב ללא ספק להמשיך להיות כלי רב ערך בהערכת פגיעה לבבית חריפה שיפוץ לטווח ארוך. לכן, יש ערך מוטלת בספק להיות מסוגל לבצע ניסויים אלו אמין reproducibly.
The authors have nothing to disclose.
הייתי רוצה להכיר מחלקת מחקר ללימודים מתקדמים על מתן כספים כדי לתמוך במחקר שלי ואת המחלקה לרפואה השוואתי על ערנותם וסיוע. אני רוצה גם להכיר את המחלקה לפיזיולוגיה על תמיכתם הדרכה כמו גם סטודנטים וטכנאים במעבדה שלי עזרתם. לבסוף, אני רוצה להודות הרוחני הפוסט דוקטורט שלי, ד"ר צ'רלס א 'מורי, על ההזדמנות הכשרה במהלכן למדתי את microsurgery העכבר.
Material Name | Tipo | Company | Catalogue Number | Comment |
---|---|---|---|---|
Long Vanna Scissors | George Tiemann | 160-159 | ||
Micro Dissecting Scissors | George Tiemann | 160-161 | ||
Forceps – straight, 1×2 teeth | George Tiemann | 105-205 | ||
Scalpel handle #3 | George Tiemann | 105-64 | #10 sterile blade | |
Forceps – half curved serrated | George Tiemann | 160-19 | ||
Tissue Scissors | George Tiemann | 105-410 | ||
Castroviejo Needle Holder | Miltex | 18-1828 | ||
Cook Eye Speculum | Miltex | 18-63 | ||
Surgipro II 8-0 | Suture Express | VP-900-X | ||
Prolene 6-0 | Suture Express | 8776 | ||
Germinator 500 Bead Sterilizer | Cellpoint Scientific | 65369-1 | ||
Deltaphase isothermal pad | Braintree Scientific | 39DP | ||
Hamilton syringe – 25μl | Hamilton | 80430 | ||
30 gauge beveled needle | Hamilton | 7803-07 | ||
Ventilator | Kent Scientific | TOPO |