Le "Rotifer Polyculture Méthode" complète et à jour pour élever un poisson zèbre Première Nourrir
Summary
Larval zebrafish are adapted to feed on zooplankton. It is possible to capitalize on this natural feature in the laboratory by growing first feeding fish together in the same system with live saltwater rotifers. This “polyculture” strategy promotes high growth and survival with minimal labor and disturbance to the larvae.
Abstract
The zebrafish (Danio rerio) is a model organism of increasing importance in many fields of science. One of the most demanding technical aspects of culture of this species in the laboratory is rearing first-feeding larvae to the juvenile stage with high rates of growth and survival. The central management challenge of this developmental period revolves around delivering highly nutritious feed items to the fish on a nearly continuous basis without compromising water quality. Because larval zebrafish are well-adapted to feed on small zooplankton in the water column, live prey items such as brachionid rotifers, Artemia, and Paramecium are widely recognized as the feeds of choice, at least until the fish reach the juvenile stage and are able to efficiently feed on processed diets. This protocol describes a method whereby newly hatched zebrafish larvae are cultured together with live saltwater rotifers (Brachionus plicatilis) in the same system. This polyculture approach provides fish with an “on-demand”, nutrient-rich live food source without producing chemical waste at levels that would otherwise limit performance. Importantly, because the system harnesses both the natural high productivity of the rotifers and the behavioral preferences of the fish, the labor involved with maintenance is low. The following protocol details an updated, step-by-step procedure that incorporates rotifer production (scalable to any desired level) for use in a polyculture of zebrafish larvae and rotifers that promotes maximal performance during the first 5 days of exogenous feeding.
Introduction
Le poisson zèbre (Danio rerio) est un animal de laboratoire prééminente utilisé dans un nombre croissant de disciplines scientifiques, y compris mais non limité à la génétique du développement, de la toxicologie, de comportement, de l'aquaculture, de la biologie régénérative, et la modélisation de nombreux troubles humains 1 – 5. Bien que l'espèce est relativement facile à maintenir dans le laboratoire, il ya un certain nombre de défis de gestion associés à leur culture 6. Le plus important d'entre eux est l'élevage des larves, en particulier lorsque le poisson commence d'abord à nourrir à la suite de la vessie de gaz de l'inflation 7. Dans des conditions normales, contrôlées, cet événement se produit au développement ~ 5 jours après la fécondation (DPF), avec les 3 suivants – 5 jours de la croissance étant particulièrement critique 7. La difficulté technique central lors de cette étape est de répondre adéquatement aux besoins nutritionnels de la première larves d'alimentation – articles d'alimentation doivent être de taille appropriée, Digestible, attrayant, et disponible sur une base presque continue, sans créer trop de déchets dans des bacs de culture. Historiquement cela a été réalisé généralement en fournissant de nombreuses petites quantités d'aliments pour les poissons dans des réservoirs, avec la routine 8,9 d'échange de l'eau. Bien que ces méthodes sont à un certain degré de succès, ils sont inefficaces, nécessitent des apports élevés de main-d'œuvre, et ne retournent taux variables et limitées de croissance et la survie 10.
Dans la nature, larves de poisson zèbre nourrir vraisemblablement sur abondante petit zooplancton présents dans la colonne d'eau 11. Pour cette raison, les protocoles de larviculture qui intègrent des aliments vivants tels que la paramécie, rotifères et Artemia sont généralement plus efficace 7. En 2010, Best et co-auteurs ont démontré qu'il était possible de cultiver du poisson zèbre larvaire, l'eau saumâtre statique avec rotifères d'eau salée pour les 5 premiers jours de l'alimentation exogène 12. Cette approche, qui exploiteres la productivité naturelle élevée des cultures de rotifères pour assurer assez proie, très nutritif sans polluer l'eau, les rendements des taux très élevés de croissance et la survie des larves avec l'apport du travail faible 12,13. Au cours des dernières années, un nombre croissant de laboratoires dans le monde ont adopté des variantes de ce protocole, et beaucoup sont maintenant en culture de rotifères de façon continue de soutenir les systèmes de pépinières 14.
Au cours des dernières années, des méthodes à la fois pour rotifères / polyculture poisson zèbre et la production de rotifères ont été affinée et améliorée pour devenir plus normalisé et facilement évolutive. Cet article fournit des instructions étape-par-étape pour 1) la production de rotifères continu et robuste et 2) l'établissement de la / système de polyculture poisson zèbre de rotifères utilisée pour soutenir la croissance robuste de poissons pour les 5 premiers jours de l'alimentation exogène.
Protocol
Representative Results
Discussion
Mise en œuvre réussie de la méthode de polyculture de rotifères pour alimenter début poisson zèbre larvaire nécessite des protocoles efficaces pour deux tâches: la mise en place et la maintenance d'un système de culture de rotifères continue de nourrir les poissons, et la culture de la première alimentation larves de poisson zèbre avec rotifères dans le même réservoir.
L'installation d'un système de production d'eau salée de rotifères continue pour les labor…
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Le soin et l'utilisation des poissons généré des résultats représentatifs décrits dans ce protocole a été effectuée en pleine conformité avec les lignes directrices énoncées par le Comité de protection des animaux dans les institutions et l'utilisation à l'Hôpital pour enfants de Boston, le protocole # 14-05-2673R.
Materials
| Rotifer Culture Infrastructure | |||
| 100 Liter Culture Vessel | Aquaneering | Custom | Polycarbonate culture vessel, conical bottomed, with drain valve |
| 5 Gallon Culture Bucket Kit | Reed Mariculture | CCS Starter Kit | Small volume culture vessel for small facilities |
| Rigid Clear Tubing 1/2" O.D., 36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for air delivery |
| Mesh tube | Pentair Aquatic Ecosystems | RT444X | Mesh tube support for floss filter |
| Rotifer Floss | Reed Mariculture | Rotifer floss 12” x 42” | Particulate waste trap |
| Peristaltic Metering Timer Pump, 5 GPD | Grainger | 38M003 | Metering pump with timer for dosing feed to rotifers |
| Peristaltic Metering Timer Pump, 1-100 mL/h (for smaller-scale culture) | Coral Vue | SKU: IC-LQD-DSR | Metering pump with timer for dosing feed to rotifers |
| Silicone Tubing | Cole Parmer | Tubing for algae delivery to rotifer vessel | |
| Rigid Clear Tubing " O.D.,36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for air delivery to algae paste |
| Rigid Clear Tubing O.D., 36” | Pentair Aquatic Ecosystems | 16025 | Rigid clear tubing for algae delivery |
| Rotifers | |||
| Live Rotifers Brachionus plicatilis Type L | Reed Mariculture | Type L 5 million | Rotifer stock culture for system startup |
| Rotifer Feed | |||
| Sodium hydroxymethylsulfonate | Reed Mariculture | ClorAm-X® 1lb tub | Ammonia reducer for algae feed mix |
| Sodium Bicarbonate | Fisher Scientific | S25533B | pH buffer for algae feed mix |
| Microalgae concentrate | Reed Mariculture | Rotigrow Plus® 1 liter bag | Nutritionally optimized rotifer feed |
| Water Preparation | |||
| Reef Crystals Reef Salt | That Fish Place | 198210 | Salt for making culture water (NOTE: this item is an example only; any contaminant free salt formulations may be used). |
| Refractometer | Pentair Aquatic Ecosystems | SR6 | measuring salinity |
| Rotifer Culture Equipment | |||
| Plankton Collectors 12" Dia, 53 microns | Pentair Aquatic Ecosystems | BBPC20 | Mesh screen for collecting rotifers |
| Scrub Pads | Pentair Aquatic Ecosystems | SCR-58 | Scrub pad for cleaning inside of culturing vessels |
| Scrub Brush | |||
| Bucket | Grainger Supply | 43Y530 | Graduated bucket for mixing culture water |
| Hatching Jar | Pentair Aquatic Ecosystems | J30 | Storage of algae feed mix |
| Lugol’s Solution, Dilute | Fisher Scientific | S99481 | Agent used to immobilize live rotifers for counting |
| Sedgewick-Rafter plankton counting slide with grid | Pentair Aquatic Eco-Systems | M415 | Counting rotifers |
| Miscelleneous | |||
| Tea Strainer | Kitchenworks | 971972 | Used for collecting zebrafish embryos after spawning |
Referencias
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