Heterotópico Renal autotransplante em um modelo suíno: Um Protocolo Passo-a-Passo

Summary

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Abstract

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.

Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Introduction

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis ^1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available ^4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.

Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool ^7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used ^9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.

The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems ^12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters ¹⁴. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts ^15-17, model human IRI ¹⁸, study immunological pathways and allograft tolerance ¹⁹, provide surgical training ^20-22, test new pharmacological therapies ²³, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation ^24-26.

The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.

Protocol

Todos os animais receberam cuidados humanos e todos os estudos que efectuados em conformidade com as políticas e diretrizes do Canadian Council on Animal Care. Todos os procedimentos foram realizados sob o uso de animais protocolos que foram aprovadas pelo Comité de Cuidados University Health Network Institucional Animal. Nota: Uma vista geral esquemática do protocolo de estudo é apresentado na Figura 1. Figura 1. Protocolo do estudo. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. 1. Os animais Use masculinos porcos Yorkshire (30 kg) neste protocolo. 2. Kidney Graft Retrieval Procedimento pré-operatório Casa do Yorkshir masculinoe porcos em uma instalação de pesquisa para pelo menos uma semana para aclimatar-los. Use injecção intramuscular de uma cefalosporina de terceira geração, tais como ceftiofur, durante 3 dias para reduzir o risco de infecções com Streptococcus suis e Salmonella. Jejuar os porcos para um mínimo de 6 horas antes da indução anestésica para prevenir a aspiração. Iniciar a anestesia do porco por uma injecção intramuscular de cetamina (20 mg / kg), atropina (0,04 mg / kg) e midazolam (0,3 mg / kg). Posteriormente, o transporte do animal a partir da instalação de alojamento para a sala de cirurgia (OR). Coloque o porco em decúbito dorsal sobre a mesa da OR. Permitir que o porco para respirar 2 L de oxigênio com 5% de isoflurano espontaneamente. Expor as cordas vocais com um laringoscópio e pulverizá-los com solução tópica de lidocaína a 2% para evitar laringoespasmo induzida por intubação. Depois de intubação com um tubo de 6,5 milímetros, bloquear a braçadeira com 3-5 ml de ar. Nota: capnometria confirma a positio corretan do tubo traqueal. Diminuir o gás isoflurano a 2,5%. Definir o ventilador para 14-16 respirações / min e o volume corrente de 10-15 ml / kg de peso corporal. Monitorar o porco perto. A frequência cardíaca e saturação de oxigênio são registradas por oximetria de pulso. Confirmar anesthetization adequada, frequência cardíaca reduzida (abaixo de 150 batimentos / min) e pressão arterial (sistólica abaixo dos valores de 100 mmHg), bem como ausência de movimentos de suíno (sem o uso de relaxantes musculares). Sob condições estéreis, introduzir um 9.5 Fr. lúmen único cateter permanente na veia jugular interna utilizando a técnica de Seldinger 27. Resumidamente, utilizam uma agulha para perfurar a veia. Após a introdução do fio-guia, substituir a agulha com o introdutor peel-away, seguido por substituição do fio com o cateter vascular. Fixar o cateter à pele utilizando uma sutura de seda 3-0 ou monofilamento não absorvível. Administrar 500 mg de metronidazole, 1 g de cefazolina, e 20 mg de pantoprazole. de Anúnciosministra 200 ml de solução de Ringer com lactato com dextrose a 5% (D5W) e 1 mL de citrato de fentanil por via intravenosa por hora durante toda a cirurgia. Aplicar pomada oftálmica veterinária nos olhos para evitar a secura e sob anestesia. Procedimento cirúrgico Seguindo a desinfecção e cobertura do campo cirúrgico estéril, faça uma incisão na linha média de 25 cm de comprimento. Insira um afastador. Cubra intestinos pequenos e grandes com uma toalha e colocá-los para o lado esquerdo para acesso ideal ao rim direito. Livre o ureter e do próprio rim direito a partir de qualquer tecido aderente utilizando o cautério. Dissecar a veia renal direita e artéria utilizando o cautério até a sua origem a partir da veia cava inferior e aorta, respectivamente, são livres. Para evitar o espasmo vascular arterial, administração de 30-65 mg de papaverina deve ser considerada. Após a dissecção completa renal, laço (seda, 3-0) e cortar o ureter distalmente. preparea bacia de gelo e um saco órgão estéril. Em primeiro lugar, fixar a artéria renal perto da aorta e, segundo, fixar a veia renal perto da veia cava usando braçadeiras dos vasos. Em seguida, ressecção do enxerto renal e imediatamente canular a artéria renal com uma cânula na artéria renal. Use 500 ml de solução gelada histidina-triptofano-cetoglutarato (HTK) para lavar o sangue. Armazenar o rim no gelo até o transplante. In situ, fechar a artéria renal restante com uma ligadura (seda, 2-0) ea veia renal com uma sutura em execução (prolene, 6-0). Depois de verificar a área dissecados para sangramento, fechar a parede abdominal com uma sutura de correr (monofios, 1) e a pele com seda 3-0 ou um fio de sutura de monofilamento não absorvível .. Procedimento pós-operatória Fixar a via subcutânea cateter venoso com uma sutura (seda, 3-0) e do túnel para as costas do porco para evitar a manipulação indesejada. Depois de colocar o porco propenso, suture (seda, 3-0) o cateter firmemente à pele. Desmamar o porco do ventilador e deixá-lo recuperar em sua área de habitação após a extubação. Administrar Ringer lactato por via intravenosa para a expansão do volume e administrar 0,3 mg de buprenorfina para analgesia. Não deixe um animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal. 3. Kidney Graft Transplantation Procedimento pré-operatório Anestesiar o porco usando injecção intravenosa de propofol (1-2 mg / kg de peso corporal) seguida de uma infusão contínua de propofol a uma taxa de 50-100 mg / h. Re-entubar o porco como descrito no passo 2.1.3 e 2.1.4 e definir o gás isofluorano a 3-4%. Administrar 1 g de cefazolina e 20 mg de pantoprazol iv Durante a cirurgia, usar o mesmo protocolo anestésico, conforme descrito no 2.1.4. Seguindo a desinfecção esterilizado, fazer um corte de 4 cm ao lado da traquéia. Dissecar a tissue para expor a artéria carótida. Passe uma pinça over-Holt e uma gravata de seda (2-0) em torno da artéria. Usar a técnica de Seldinger para introduzir um cateter de plástico para medir continuamente a pressão arterial durante toda a cirurgia. Alternativamente, técnicas de medição de pressão arterial não invasivos podem ser utilizados. Procedimento cirúrgico Após desinfecção estéril, reabrir a cavidade abdominal através do corte dos pontos de malha da pele e fáscia suturas, reintroduzir o afastador cirúrgico para expor a cavidade abdominal, e reposicionar o intestino para o lado esquerdo para permitir um melhor acesso aos vasos infra. Transplante de ponta para o lado do enxerto renal preservada para a veia cava infra-renal e aorta. Portanto, dissecar veia cava e aorta ao longo 5-8 cm acima da bifurcação ilíaca utilizando captadores e cauterização. Se possível, não perturbe os vasos linfáticos; se não for possível, feche-os com 5-0 prolene. Depois de completar a dissecção, verifique for sangramento e remover o tecido restante dos vasos. Certifique-se de que completa de aperto da veia cava e na aorta com uma braçadeira Satinsky é viável. Em seguida, ressecar o rim contralateral (esquerda). Para isso, posicionar o intestino para a direita; dissecar o ureter, a própria renal, veia renal, artéria renal e a partir de tecido aderente. Amarrar as embarcações ureter e sangue e ressecção do rim. Verifique se há sangramento. Reposicionar o intestino para a esquerda para expor a aorta infra-renal e veia cava. Injectar heparina (100 IU / kg de peso corporal) e aguardar durante pelo menos 2 min. Anastomose venosa: Utilize uma braçadeira para fixar Satinsky completamente a veia cava e fazer uma incisão fenda que corresponde ao tamanho da abertura da veia renal, utilizando uma lâmina 11. tesouras Pott pode ser usado para ampliar ainda mais a fenda. Após envolvendo o rim em um pano contendo gelo estéril, retire-a do gelo e posicioná-lo para o campo cirúrgico. Use dois double-armado 6-0prolene suturas para realizar um cranial e um ponto de canto caudal. Aproximar o rim, amarrar o canto superior e realizar uma sutura running usando 6-0 prolene, começando com a parede traseira. Depois de ter terminado 03/02, utilizar a outra extremidade do laço para completar o fio de sutura no lado da frente. Depois de amarrar os pontos cranianos, amarre os pontos no canto caudal. Posicionar uma braçadeira bulldog na veia renal e abra a braçadeira Satinsky. Verifique a anastomose para o sangramento. Anastomose arterial: Use o Satinsky apertar novamente para fixar completamente a aorta. Usar uma lâmina 11 para fazer uma incisão de fenda, correspondentes a abertura da artéria renal. Use um soco rodada 4,0 mm, para fixar uma abertura limpa. Use um 6-0 prolene para realizar a anastomose arterial, começando no lado do destinatário. Certifique-se de que o endotélio arterial é incluído em cada sutura para evitar uma dissecção. Enquanto isso, iniciar um gotejamento contínuo de 10 ml norepinephrINE (16 mg / 250 ml) diluída em 500 ml de lactato de Ringer e titulação para manter a pressão acima de 100 mmHg sistólica. Injectar verapamil intra-arterial antes da conclusão da anastomose arterial e administrar topicamente papaverina para o exterior do vaso para impedir que o vasoespasmo. Posicionar uma braçadeira bulldog na artéria renal e abra o grampo Satinksy. Verifique as anastomoses para o sangramento. Desmontar o rim a partir do pano e remover o gelo. Abrir o grampo buldogue venosa em primeiro lugar, seguido pela braçadeira buldogue arterial. Após a reperfusão, a produção de urina deve começar imediatamente. Use um pano para garantir uma posição favorável para o enxerto transplantado e manter um reperfusão homogênea. Ureteral Anastomose: Utilize uma tesoura para abrir a Pott ureter do enxerto e do receptor ao longo de um comprimento longitudinal de 0,5 cm. Use duas 6.0 poliéster, poli (p-dioxanona) fios de sutura para a ure lado-a-ladoanastomose teral. Executar uma Stich canto em cada um dos lados, em seguida, executar a parede traseira de uma maneira contínua em primeiro lugar, seguido pela parede frontal. Após a verificação de sangramento, remova o pano e enrole alguns do intestino delgado ao redor do rim para segurá-la na posição. Fechar a parede abdominal com dois monofios 1 suturas. Feche a pele com seda 3-0 ou sutura de monofilamento não absorvível. Manter a pressão sistólica acima de 100 mmHg continuamente titulando cuidadosamente a infusão de norepinefrina até o porco foi colocado em decúbito ventral. Procedimento pós-operatória Após o fechamento abdominal como mencionado acima, mantenha o porco aquecer usando uma almofada de aquecimento e cobertor de circulação de calor. Remova a linha arterial, fechar o buraco punção na artéria com um prolene stich 6-0 e fechar o local da incisão. Vire o porco na posição prona, parar o gotejamento norepinefrina e desmamar o porco do ventilador. albaixo o porco para recuperar em sua área de habitação e monitorá-lo de perto para garantir sua recuperação suave do procedimento. Recolher amostras de gases de sangue a cada hora através do cateter jugular implantado. Fornecer Ringer lactato ao volume substituto e administrar 0,3 mg de buprenorfina para analgesia. Após extubação, monitorar o porco de perto até que ele é capaz de beber espontaneamente. Não deixe um animal sem supervisão até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal. Não devolva um animal que foi submetido a uma cirurgia para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. 4. pós-cirúrgica Follow Up Administrar 0,3 mg de buprenorfina iv todas as 8 horas durante pelo menos 2 dias após a cirurgia ou mais longo, se necessário. Rotineiramente administrar uma única dose profiláctica de antibióticos durante a cirurgia. No caso de sinais de infecção, administrar cefazolina 1 g duas vezes por dia IV e metronidazol iv uma vez por dia atémelhoria clínica ocorre. Administrar Ringer lactato até o porco bebe água suficiente. 1000 UI de heparina pode ser utilizada para bloquear o cateter para prevenir a coagulação. Recolher amostras de sangue venoso através do cateter jugular e amostras de urina para avaliar a condição clínica do porco e da função renal. Para a eutanásia, induzir a anestesia do porco com iv propofol (5-10 ml) e mantê-lo com isoflurano 5%. Entubar o porco como descrito acima. Após relaparatomy e coleta de amostra de tecido renal, induzir a parada cardíaca por injecção intravenosa de 40 Mval KCl.

Representative Results

No que se segue, os resultados de experiências de autotransplante renal (n = 4) são demonstradas. Após a recuperação do enxerto inicial, os suínos se recuperaram em sua área de habitação. Enquanto isso, os enxertos de rim foram armazenadas em gelo durante um tempo médio de 7 h 35 min (± 18 minutos). Depois de reindução da anestesia e laparotomia repetição, os rins contralaterais foram ressecados e os enxertos armazenado frio transplantado heterotopicamente como descrito. Após o desmame do ventilador, os porcos foram recuperados da cirurgia e seguidos por 10 dias (ver Figura 1). Diariamente (1-4 dia de pós-operatório; vagem) ou a cada dois dias (6-10) pod amostras de sangue foram coletadas para realizar gás análises de sangue; para avaliar o azoto da função renal, creatinina sérica e ureia no sangue valores (BUN) foram estimados. Para efeitos de comparação, os resultados de um enxerto de rim allotransplanted são apresentados. Para imunossupressão, este porco recebeu ciclosporina 100 mg po e cortisone 250 mg ivbid A técnica utilizada foi a mesma que no protocolo de autotransplante; não foi aplicado tempo de isquemia quente. Todos os porcos estavam em boas condições clínicas durante o período de acompanhamento. Os valores de creatinina e BUN no soro revelou o maior aumento no primeiro dia após a cirurgia (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dL, BUN 25,3 ± 7 mg / dL) e diminuiu até vagem 10 (Crea 1,7 ± 0,4 mg / dL, BUN 10,7 ± 4 mg / dl) próximo aos valores basais iniciais. O enxerto renal allotransplanted demonstraram valores de creatinina e BUN mais elevados após boa função do enxerto inicial, quando comparado com os auto-enxertos, muito provavelmente devido à rejeição (Figura 2 e 3). Hemostasia ácido-base (Figura 4) e níveis de electrólitos (Figura 5) eram estáveis ​​sem intervenção. O exame histológico mostrou túbulo-intersticial preservado no rim autotransplantado (Figure 6), e inflamação intersticial difusa, tubulite, e glomerulite no rim allotransplanted (Figura 7). Figura 2. Valores de creatinina sérica. Valores de creatinina sérica (média e desvio padrão) para linha de base e 10 após a cirurgia. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3. Valores Serum pão. Os valores séricos de uréia (média e desvio padrão) para linha de base e 10 dias após a cirurgia. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <p class="Jove_content" fo: manter-together.within-page = "1"> Figura 4. hemostasia ácido-base. Hemostasia ácido-base (média e desvio padrão) para linha de base e 10 dias após a cirurgia. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 5. níveis de eletrólitos. Níveis de eletrólitos (média e desvio padrão) para linha de base e 10 dias após a cirurgia. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 6. A histologia (H &# 38;.. E), 100X túbulo-intersticial normal no rim autotransplantado 10 dias após a cirurgia Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 7. Histologia (H & E), ampliação de 100X. Extensive intersticial inflamação, tubulite e glomerulite, consistente com a rejeição, no rim allotransplanted 10 dias após a cirurgia. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

O modelo de transplante de rim de porco proporciona uma oportunidade única para promover a área de transplante humano devido a semelhanças em aspectos cirúrgicos, fisiologia, bioquímica e imunologia ^14.

Dependendo do objectivo do estudo experimental, o modelo de auto-transplante renal tem várias vantagens em comparação com o modelo de alotransplante. Embora vários grupos apresentam boa função do enxerto renal após o alotransplante ^28, imunossupressão em suínos é um desafio, especialmente no transplante renal. Amostra de sangue pré-operatório análises para garantir a compatibilidade para antígeno leucocitário suína (SLA) são viáveis, mas caro e pouco prático ^14. No pós-operatório, agentes imunossupressores propostas tais como tacrolimus e ciclosporina (inibidores da calcineurina, CNI) são administrados por via oral ou iv ^28. A administração oral é impraticável, como porcos normalmente se recusam a engolir medica por via oralção. Além disso, obstruções intestinais pode evitar a absorção suficiente de medicamentos e manutenção dos níveis de drogas terapêuticas imunossupressoras. A infusão contínua de iv do CNI em animais ativos é tecnicamente exigente. bolus iv leva a altos valores de pico, que causam toxicidade. Assim, para a investigação de novas técnicas de preservação, o modelo de auto-transplante renal tem várias vantagens. Nos resultados representativos do enxerto renal allotransplantated demonstrado acima, um pico atrasada e aumento da creatinina e uréia indicam rejeição, o que foi demonstrado pela avaliação histológica.

O modelo porcino de autotransplante foi previamente usada para investigar novas técnicas de preservação ^14,18,29. No entanto, os valores de creatinina e uréia no soro pós-operatória relatados de porcos autotransplantadas em um cenário de coração batendo variam consideravelmente, dependendo do sistema experimental ^22,30 </sup>. O protocolo doador-coração batendo apresentamos aqui resulta em um baixo pico de creatinina sérica pós-operatória de 2,8 mg / dl (± 0,7) e BUN pico de 25,3 mg / dl (± 7,4). Estes resultados são comparáveis ​​com os baixos valores de pico apresentados por Hanto e colegas ²⁸ e Snoeijs e colegas ^31.

Para garantir um bom resultado após o transplante renal em um modelo de autotransplante suína, nós identificamos vários fatores técnicos importantes que minimizam a taxa de certas complicações. A utilização de uma solução de histidina-triptofano-cetoglutarato (HTK) reduz o risco de vasoespasmo devido ao seu menor teor de potássio, quando em comparação com Universidade de Wisconsin solução (UW). Para diminuir ainda mais o risco de vasoespasmo no ponto de reperfusão, o verapamil pode ser injectada na artéria renal, e papaverina pode ser administrado topicamente e durante a recuperação após a reperfusão. Além disso, um gotejamento contínuo de norepinefrina titulada para mantera pressão arterial sistólica acima de 100 mmHg garante uma reperfusão homogênea. É útil para manter esta pressão sanguínea, pelo menos, até que a porca está posicionado propenso. Além disso, o posicionamento do enxerto transplantado é importante para evitar dobras dos vasos sanguíneos recentemente anastomosados. Portanto, é útil para a ressecção do rim contralateral esquerda antes de costurar as anastomoses do enxerto para evitar extensa manipulação mecânica. Depois de terminar a anastomose do ureter, envolvendo intestino delgado em torno do enxerto transplantado assegura a sua posição após o fecho da parede abdominal. Complicações como obstrução intestinal devido a dobras do intestino raramente são observados, mas pode levar a complicações graves, incluindo íleo, perfuração intestinal e morte. No geral, técnica cirúrgica apurada, a anestesia atenta e cuidadosa monitorização durante o acompanhamento garantir uma boa função de resultado e enxerto clínica.

Arterial e venosa anastomoses pode ser performou usando diferentes técnicas. ortotópico colocação do enxerto permite anastomose extremidade-a-extremidade da artéria e veia renal. No caso de transplante heterotópico, o enxerto pode ser posicionado na fossa rim contralateral para anastomose extremidade-a-extremidade, para os vasos ilíacos, ou a aorta distai directamente. Transplante heterotópico com anastomoses a aorta e a veia directamente na técnica ponta-a-lado são preferidos neste modelo, uma vez que pode reduzir o risco de trombose e vasoespasmo ^32. As variações anatômicas com bifurcações venosos muito cedo pode levar à necessidade de costurar duas anastomoses venosas separadas. Se a artéria ou veia é relativamente curto, o enxerto pode ser virado 180 ° para obter o comprimento dos vasos. Ureteral anastomose lado-a-lado pode conseguir bons resultados experimentais sem complicar estenoses ou perda urinária.

Em geral, o modelo suíno de transplante renal oferece vantagens em comparação com outros modelos animais. como described acima, existem certas semelhanças entre a suína e a configuração humano, o que permite a tradução relativamente rápido de novas técnicas para a prática clínica. A técnica do transplante é tecnicamente mais fácil em comparação com modelos de roedores. Além disso, através da colocação de cateteres venosos, amostras de sangue periférico podem ser facilmente recolhidos e processados ​​para uma investigação mais aprofundada. A coleta de urina permite uma avaliação mais aprofundada de lesão renal e função. Para recolher as amostras de urina, de um cateter percutâneo pode ser inserido na bexiga urinária. Para evitar a manipulação por parte do porco, a extremidade distai deve ser encapsulado por via subcutânea na parte de trás do animal. Uma outra opção para a recolha de urina é a utilização de gaiolas metabólicas, o que permite períodos de recolha prolongados para estimar a depuração da creatinina e concentração de biomarcadores adicionais na urina. Ultra-sonografia, tomografia computadorizada, ressonância magnética e imagens são possíveis. Doação após morte protocolos circulatórios pode ser imitada pela aplicação quenteisquemia antes da recuperação. Além disso, os porcos são relativamente fáceis de manusear se castrados para limitar o seu comportamento agressivo.

As desvantagens incluem os altos custos de compra animal, habitação, equipamento médico cirúrgico e outro, e mão de obra. Esses factores significam que não é possível incluir um grande número de animais em cada grupo de estudo. Além disso, em comparação com modelos de roedores, de um número limitado de referências estão disponíveis na literatura para suínos dados biológicos normativos. Como uma alternativa para a avaliação de novas técnicas desenvolvidas, tais como a novos métodos de preservação, outros grupos descreveram a reperfusão normotérmica ex vivo, como uma alternativa ao transplante renal ^33,34. Esta técnica é mais fácil de executar e menos caro. No entanto, o transplante de enxerto renal padronizado fornece um modelo mais parecido com a prática clínica e permite longos períodos de seguimento. Portanto, ele serve para avaliar um enxerto mais realistamento.

Em conclusão, o modelo suíno de autotransplante renal heterotópico proporciona um cenário clínico importante investigar novas abordagens inovadoras para a melhoria dos resultados de enxerto renal. Em particular, este protocolo apresenta detalhes técnicos importantes que irão facilitar a criação bem-sucedida de um modelo de autotransplante renal e permite a rápida tradução de novas descobertas para ensaios clínicos.

Materials

Anesthesia Equipment
Anesthesia Machine, Optimax	Moduflex Anesthesia Equipment	SN5180
Infusion Pump 3,000	SIMS Graseby LTD.	SN300050447
Infusion Pump Line	Smith Medical ASD Inc.	21-0442-25
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr)	Cook Medical Company	G01865
Isoflurane Vapor 19.1	Draeger Medical Canada Inc.	N/A
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm	Covidien Canada	86449
Temperature Therapy Pad	Gaymar Industries Inc	TP26E
Ventilator, AV 800	DRE Medical Equipment	40800AVV
Warm Touch, Patient Warming System	Nellcor/ Covidien Canada	5015300A
Name	Company	Catalog Number	Comments
Surgical Equipment
Abdominal Retractor	Medite GmbH	07-0001-00
Aorta/vein punch 4.0 mm, round	Scanlan International Inc.	1001-602
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp	Aesculap Inc.	FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp	Aesculap Inc.	FB519R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight	Aesculap Inc.	FB422R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved	Aesculap Inc.	FB423R
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled	Aesculap Inc.	FB453R
Dissection Blade #11	Feather Safety Razor Co.	089165B
Connector (1/4") with male luer lock	Sorin Group Inc.	AB1452
Liver Admin Set (flush line)	CardioMed Supplies Inc	17175
Maxon, 1	Covidien Canada	606173
Med-Rx Suction Connecting Tube	Benlan Inc.	70-8120
Organ Bag	CardioMed Supplies Inc	2990
Potts – De Martel, Scissors	Aesculap Inc.	BC648R
Renal artery cannula, 1.6"	Sorin Group Inc.	VC-11000
Sofsilk, 2-0	Covidien Canada	S405
Sofsilk, 3-0	Covidien Canada	S404
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp	Aesculap Inc.	FB605R
Suction Tip	Tyco Healthcare Group LP	8888501023
Surgipro II, 6-0	Covidien Canada	VP733X
Valleylab, Cautery Pencil	Covidien Canada	E2515H
Valleylab, Force Tx	Valleylab Inc.	216151480
Valleylab, Patient Return Electrode	Covidien Canada	E7507
Name	Company	Catalog Number	Comments
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml	Rafter 8 Products	238481
Buprenorphine 0.3 mg/ml	RB Pharmaceuticals LDT	N/A
Ceftiofur 3 mg/mL	Pfizer Canada Inc.	11103
Cefazolin 1 g	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2237138
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml	Sandoz Canada Inc.	2240434
Heparin 10,000 iU/10 ml	Sandoz Canada Inc.	10750
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution	Methapharm	CU001LBG
Isoflurane 99.9%, 250 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2231929
Ketamine Hydrochloride  5000 mg/50 ml	Bimeda-MTC Animal Health Inc.	612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L	Baxter Corporation	JB1064
Lactated Ringer’s 1 L	Baxter Corporation	JB2324
Metronidazole 500 mg/100 ml	Baxter Corporation	870420
Midazolam 50 mg/10 ml	Pharmaceutical Partners of Canada Inc.	2242905
Norepinephrine 16 mg/250 mL Dextrose 5%	Baxter Corporation	N/A
Pantoprazole 40 mg	Sandoz Canada Inc.	2306727
Papaverine 65 mg/2 mL	Sandoz Canada Inc.	9881
Propofol 1000 mg/100 ml	Pharmascience Inc.	2244379
Saline 0.9%, 1 L	Baxter Corporation	60208
Solu-Medrol 500 mg	Pfizer Canada Inc.	2367963
Verapamil	Sandoz Canada Inc.	2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml	AstraZeneca	2003767