Erzeugung von genetisch modifizierten Mäusen durch die Mikroinjektion von Oozyten
Summary
Die Mikroinjektion von Maus-Oozyten wird üblicherweise sowohl für die klassische Transgenese ( dh die zufällige Integration von Transgenen) als auch für das CRISPR-vermittelte Gen-Targeting verwendet. Dieses Protokoll überprüft die neuesten Entwicklungen in der Mikroinjektion, mit einem besonderen Schwerpunkt auf Qualitätskontrolle und Genotypisierung Strategien.
Abstract
Die Verwendung von genetisch veränderten Mäusen hat wesentlich zu Studien an physiologischen und pathologischen In-vivo- Prozessen beigetragen. Die nukleare Injektion von DNA-Expressionskonstrukten in befruchtete Oozyten bleibt die am häufigsten verwendete Technik, um transgene Mäuse für die Überexpression zu erzeugen. Mit der Einführung der CRISPR-Technologie für das Gen-Targeting wurde die nukleare Injektion in befruchtete Oozyten auf die Erzeugung von Knockout- und Knockin-Mäusen ausgedehnt. Diese Arbeit beschreibt die Herstellung von DNA für die Injektion und die Generierung von CRISPR-Guides für das Gen-Targeting mit besonderem Schwerpunkt auf Qualitätskontrolle. Die für die Identifikation von potentiellen Gründern erforderlichen Genotypisierungsverfahren sind entscheidend. Innovative Genotypisierungsstrategien, die die "Multiplexing" -Fähigkeiten von CRISPR nutzen, werden hier vorgestellt. Auch chirurgische Verfahren werden skizziert. Gemeinsam werden die Schritte des Protokolls die Erzeugung von Gen ermöglichenEtikodisch modifizierte Mäuse und für die anschließende Etablierung von Mauskolonien für eine Fülle von Forschungsfeldern, einschließlich Immunologie, Neurowissenschaften, Krebs, Physiologie, Entwicklung und andere.
Introduction
Tiermodelle, sowohl bei Wirbeltieren als auch bei Wirbellosen, waren maßgeblich für die Untersuchung der Pathophysiologie menschlicher Zustände wie der Alzheimer-Krankheit 1 , 2 . Sie sind auch unschätzbare Werkzeuge, um nach Krankheitsmodifikatoren zu suchen und letztlich neue Behandlungsstrategien in der Hoffnung auf eine Heilung zu entwickeln. Obwohl jedes Modell intrinsische Einschränkungen hat, ist die Verwendung von Tieren als ganze systemische Modelle für die biomedizinische Forschung unerlässlich. Denn die metabolische und komplexe physiologische Umgebung kann nicht vollständig in der Gewebekultur simuliert werden.
Bis heute bleibt die Maus die häufigste Säugetierart, die für die genetische Manipulation verwendet wird, da sie mehrere Vorteile aufweist. Die physiologischen Prozesse und Gene, die mit Krankheiten assoziiert sind, sind zwischen Mäusen und Menschen hoch konserviert. Die Maus war der erste Säugetier, um sein volles Genom sequenziert zu haben (2002), ein Jahr vor dem menschlichen GenoIch (2003). Abgesehen von diesem Reichtum an genetischer Information hat die Maus gute Zuchtkapazitäten, einen schnellen Entwicklungszyklus (6 Wochen von der Befruchtung bis zur Entwöhnung) und eine vernünftige Größe. Alle diese Vorteile, verbunden mit physiologischen Indikatoren, wie unterschiedliche Fellfarben (erforderlich für Crossing-Strategien), machte die Maus ein attraktives Modell für die genetische Manipulation. Vor allem in der frühen Zeit der modernen Genetik begann Gregor Mendel, an Mäusen zu arbeiten, bevor er zu Pflanzen ging 3 .
Gentransfer-Techniken führten zur Erzeugung der ersten transgenen Maus über drei Jahrzehnte her 4 , die anfänglich mit viraler Verabreichung hergestellt wurde. Allerdings erkannten die Forscher bald, dass eine der Hauptaufgaben der Maus-Transgenese die Unfähigkeit war, das Schicksal der exogenen DNA zu kontrollieren. Weil die virale Abgabe von Transgenen in Maus-Oozyten dazu geführt hat, dass mehrere Kopien zufällig in das Genom integriert wurden, die MöglichkeitY der Herstellung nachfolgender transgener Linien war begrenzt.
Eine solche Einschränkung wurde überwunden, als Gordon et al. Erzeugte die erste transgene Mauslinie durch Mikroinjektion 5 , 6 . Dies begann die Ära der rekombinanten DNA-Technologie, und die Parameter, die das Ergebnis einer Mikroinjektionssitzung beeinflussen, wurden weitgehend untersucht 7 . Obwohl die Mikroinjektion keine Kontrolle über die Integrationsstelle des Transgens erlaubt (was schließlich zu spezifischen Expressionsniveaus für jede Gründermaus führt) bleibt der Hauptvorteil der vorkernigen Mikroinjektion die Bildung von Concatemern ( dh Arrays von mehreren Kopien des Transgens, Verknüpft in Serie) vor der genomischen Integration 5 . Dieses Merkmal wurde im Laufe der Jahre verwendet, um Tausende von transgenen Mauslinien zu etablieren, die ein Gen von Interesse überexprimieren. Seitdem, transgenese, die aRtificiale Modifikation des Genoms eines Organismus wurde weitgehend verwendet, um die Rolle einzelner Gene beim Auftreten von Krankheiten zu identifizieren.
Eine weitere wichtige Errungenschaft bei der Manipulation des Mausgenoms wurde erreicht, als Mario Capecchi erfolgreich ein einziges Gen in der Maus unterbrach und die Ära des Gen-Targeting 8 öffnete. Allerdings traten grundsätzliche Nachteile schnell aus dem ES-zellbasierten Gen-Targeting hervor, einschließlich der Herausforderungen der Kultivierung von ES-Zellen, des etwas variablen Chimäritätsgrades und der Länge des Prozesses ( dh 12-18 Monate, minimal, um die Maus zu erhalten) .
In jüngster Zeit haben sich Fortschritte bei neuen Technologien wie z. B. konstruierte Endonukleasen ( z. B. Zinkfinger-Nukleasen (ZFN), Transkriptionsaktivator-ähnliche Effektor-Nukleasen (TALEN) und gruppierten regelmäßig zusammengesetzten kurzen palindromischen Wiederholungen (CRISPR / Cas9) als alternative Methoden ergeben Beschleunigen den Prozess der Gen-Targeting in micE 9 , 10 Diese Endonukleasen können durch Mikroinjektion leicht in Mausozyten injiziert werden, was die Erzeugung von Gen-gezielten Mäusen in nur 6 Wochen ermöglicht.
Seit dem ersten Bericht über die Verwendung von CRISPR für die Genombearbeitung 11 hat dieses bakterielle adaptive Immunsystem ZFN und TALEN aufgrund seiner vielen Vorteile, einschließlich der Leichtigkeit der Synthese und der Fähigkeit, mehrere Loci auf einmal (als "Multiplexing" bezeichnet) ersetzt "). CRISPR wurde zuerst für Gen-Targeting in Mäusen 12 verwendet und ist seitdem auf unzählige Arten angewendet worden, von Pflanzen auf Menschen 13 , 14 . Bisher gibt es keinen Bericht über eine einzige Art, die gegen CRISPR-Genom-Bearbeitung resistent ist.
Die beiden Hauptbegrenzungsschritte der Erzeugung von transgenen Mäusen sind die Injektion von Oozyten und die ReimplantationDieser Oozyten zu pseudo-schwangeren Frauen. Obwohl diese Technik von uns 15 und anderen 16 beschrieben worden ist, haben die jüngsten technischen Verbesserungen bei der Mausembryologie und den Gentransfertechniken den Prozess der Erzeugung von genetisch modifizierten Mäusen revolutioniert. Diese Verbesserungen werden hier beschrieben.
Protocol
Representative Results
Discussion
Kritische Schritte im Protokoll
Die Erzeugung von genetisch veränderten Mäusen ist technisch anspruchsvoll. Allerdings ist das hier vorgestellte Protokoll eine optimierte und vereinfachte Methode, die es ermöglicht, die Technik in Rekordzeit zu beherrschen und zu beheben. Für den erfolgreichen Abschluss der Technik sind zwei Schritte erforderlich. Zuerst kann die Synthese von linearen DNA-Matrizen (für die Synthese von sgRNAs) ohne Magnesiumchlorid (MgCl 2 ) erreicht werden. Es …
Divulgaciones
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Die Autoren danken den Mitarbeitern der Tierfabrik (BRC) für ihre laufende Unterstützung. Diese Arbeit wurde vom National Health and Medical Research Council und dem Australian Research Council finanziert.
Materials
| Micropipette 0.1-2.5 ul | Eppendorf | 4920000016 | |
| Micropipette 2-20 ul | Eppendorf | 4920000040 | |
| Micropipette 20-200 ul | Eppendorf | 4920000067 | |
| Micropipette 100-1000 ul | Eppendorf | 4920000083 | |
| Molecular weight marker | Bioline | BIO-33025 | HyperLadder 1kb |
| Molecular weight marker | Bioline | BIO-33056 | HyperLadder 100 bp |
| Agarose | Bioline | BIO-41025 | |
| EDTA buffer | Sigma-Aldrich | 93296 | 10x – Dilute to 1x |
| Ethidium bromide | Thermo Fisher Scientific | 15585011 | |
| SYBR Safe gel stain | Invitrogen | S33102 | |
| Gel extraction kit | Qiagen | 28706 | |
| PCR purification kit (Qiaquick) | Qiagen | 28106 | |
| Vacuum system (Manifold) | Promega | A7231 | |
| Nuclease-free microinjection buffer | Millipore | MR-095-10F | |
| Ultrafree-MC microcentrifuge filter | Millipore | UFC30GV00 | |
| Cas9 mRNA | Sigma-Aldrich | CAS9MRNA | |
| CRISPR expressing plasmid (px330) | Addgene | 42230 | |
| Nuclease free water | Sigma-Aldrich | W4502 | |
| Phusion polymerase | New England Biolabs | M0530L | |
| T7 Quick High Yield RNA kit | New England Biolabs | E2050S | |
| RNA purification spin columns (NucAway) | Thermo Fisher Scientific | AM10070 | |
| ssOligos | Sigma-Aldrich | OLIGO STANDARD | |
| Donor plasmid | Thermo Fisher Scientific | GeneArt | |
| Hyaluronidase | Sigma-Aldrich | H3884 | |
| KSOMaa embryo culture medium | Zenith Biotech | ZEKS-100 | |
| Mineral oil | Zenith Biotech | ZSCO-100 | |
| M2 Medium | Sigma-Aldrich | M7167 | |
| Cytochalasin B | Sigma-Aldrich | C6762 | |
| Mouthpiece | Sigma-Aldrich | A5177 | |
| Glass microcapillaries | Sutter Instrument | BF100-78-10 | |
| Proteinase K | Applichem | A3830.0100 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tools | 91150-20 | |
| Iris scissors | Fine Science Tools | 91460-11 | |
| Vessel clamp | Fine Science Tools | 18374-43 | |
| Wound clips | Fine Science Tools | 12040-01 | |
| Clips applier | Fine Science Tools | 12018-12 | |
| Micro-scissors | Fine Science Tools | 15000-03 | |
| Cauterizer | Fine Science Tools | 18000-00 | |
| Non-absorbable surgical sutures (Ethilon 3-0) | Ethicon | 1691H | |
| 5% CO2 incubator | MG Scientific | Galaxy 14S | |
| Spectrophotometer | Thermo Fisher Scientific | Nanodrop 2000c | |
| Thermocycler | Eppendorf | 6321 000.515 | |
| Electrophoresis set up | BioRad | 1640300 | |
| UV Transilluminator | BioRad | 1708110EDU | |
| Thermocycler | Eppendorf | 6334000069 | |
| Stereoscopic microscope | Olympus | SZX7 | |
| Inverted microscope | Olympus | IX71 | |
| 2x Micromanipulators | Eppendorf | 5188000.012 | |
| Oocytes manipulator | Eppendorf | 5176000.025 | |
| Microinjector (Femtojet) | Eppendorf | 5247000.013 | |
| Mice C57BL/6J strain | Australian BioResources | C57BL/6JAusb |
Referencias
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