Este estudio presenta un modelo quirúrgico porcino de isquemia miocárdica crónica por estenosis progresiva de la arteria coronaria, que resulta en deterioro de la función cardíaca sin infarto. Después de la isquemia, los animales se someten a un injerto de derivación de la arteria coronaria sin bomba con colocación epicárdica de un parche de colágeno cargado de exosomas derivados de células madre. Esta terapia adyuvante mejora la función miocárdica y la recuperación.
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Artículo de método
Modelo porcino quirúrgico de isquemia miocárdica crónica tratado con parche de colágeno cargado de exosomas e injerto de derivación de la arteria coronaria sin bomba
En este artículo
Resumen
Resumen
La isquemia miocárdica crónica resultante de la estenosis progresiva de la arteria coronaria conduce a la hibernación del miocardio (HIB), definido como el miocardio que se adapta a la disponibilidad reducida de oxígeno mediante la reducción de la actividad metabólica, evitando así la lesión irreversible de los cardiomiocitos y el infarto. Esto es distinto del infarto de miocardio, ya que el HIB tiene el potencial de recuperación con revascularización. Los pacientes con enfermedad arterial coronaria (EAC) significativa experimentan isquemia crónica, lo que los pone en riesgo de insuficiencia cardíaca y muerte súbita. La intervención quirúrgica estándar para la EAC grave es la cirugía de revascularización coronaria (CABG), pero se ha demostrado que es una terapia imperfecta, sin embargo, no existen terapias complementarias para recuperar miocitos adaptados a la isquemia crónica. Para abordar esta brecha, se utilizó un modelo quirúrgico de HIB que utiliza porcino que es susceptible a la cirugía de revascularización coronaria e imita el escenario clínico. El modelo incluye dos cirugías. La primera operación consiste en implantar un constrictor rígido de 1,5 mm en la arteria descendente anterior izquierda (DA). A medida que el animal crece, el constrictor causa gradualmente una estenosis significativa que resulta en una reducción de la función sistólica regional. Una vez que la estenosis alcanza el 80%, el flujo y la función miocárdica se ven afectados, creando HIB. A continuación, se realiza una cirugía de revascularización coronaria sin bomba con la arteria mamaria interna izquierda (LIMA) para revascularizar la región isquémica. El animal se recupera durante un mes para permitir una mejoría miocárdica óptima antes del sacrificio. Esto permite realizar estudios fisiológicos y tisulares de diferentes grupos de tratamiento. Este modelo animal demuestra que la función cardíaca sigue deteriorada a pesar de la cirugía de revascularización coronaria, lo que sugiere la necesidad de nuevas intervenciones complementarias. En este estudio, se desarrolló un parche de colágeno incrustado con exosomas derivados de células madre mesenquimales (MSC), que se puede aplicar quirúrgicamente a la superficie epicárdica distal a la anastomosis LIMA. El material se ajusta al epicardio, es absorbible y proporciona el andamio para la liberación sostenida de factores de señalización. Esta terapia regenerativa puede estimular la recuperación miocárdica que no responde solo a la revascularización. Este modelo se traslada al ámbito clínico al proporcionar medios de exploración fisiológica y mecanicista con respecto a la recuperación en HIB.
Introducción
A nivel mundial, la enfermedad coronaria grave afecta a más de cien millones de pacientes y, aunque la tasa de mortalidad ha disminuido, sigue siendo una de las principales causas de muerte 1,2. La EAC tiene un amplio espectro clínico desde el infarto de miocardio (IM) hasta la isquemia con viabilidad preservada. La mayor parte de la investigación preclínica se centra en el infarto de miocardio, caracterizado por la presencia de tejido infartado, como es posible estudiar en modelos animales pequeños y grandes. Sin embargo, ese modelo no aborda a los pacientes con viabilidad preservada y susceptibles de revascularización. La mayoría de los pacientes sometidos a cirugía de revascularización coronaria tienen un suministro sanguíneo disminuido y una función limitada, al tiempo que mantienen la variabilidad en la reserva contráctil y la viabilidad3. Sin tratamiento, estos pacientes pueden progresar a insuficiencia cardíaca avanzada y muerte súbita, especialmente durante el aumento de la carga de trabajo4. Entre estos pacientes, el injerto de revascularización coronaria (CABG) es una terapia eficaz, pero puede no resultar en una recuperación funcional completa5. Es importante destacar que la disfunción diastólica, que es un marcador de peores resultados clínicos, no se recupera después de la revascularización, lo que sugiere la necesidad de nuevas terapias adyuvantes durante la cirugía de revascularización coronaria 6,7. En la actualidad, no hay intervenciones adyuvantes clínicamente disponibles que se utilicen con la cirugía de revascularización coronaria para restaurar la capacidad funcional completa de los cardiomiocitos. Se trata de una laguna terapéutica importante, ya que muchos pacientes evolucionan a insuficiencia cardiaca avanzada a pesar de una adecuada revascularización8.
Se creó un innovador modelo porcino de isquemia miocárdica crónica susceptible de cirugía de revascularización coronaria, para imitar la experiencia clínica de la EAC9. Los cerdos proporcionan un buen modelo de enfermedad cardíaca sobre otros animales grandes, ya que no tienen colaterales puente epicárdicos, por lo que la estenosis de la DA por sí sola da lugar a una isquemia regional10. En este estudio, se utilizaron cerdos hembras Yorkshire-Landrace de 16 semanas de edad. En este modelo, la DA se revascularizó con cirugía de revascularización coronaria sin bomba utilizando el injerto de arteria mamaria interna izquierda (LIMA) (Tabla suplementaria 1). La intervención coronaria percutánea (ICP) no es posible para abrir la estenosis ya que el constrictor es un dispositivo rígido. La resonancia magnética cardíaca (RM) se utiliza para evaluar la función global y regional, la anatomía coronaria y la viabilidad de los tejidos. El análisis de la resonancia magnética cardíaca mostró que la función diastólica, caracterizada por la tasa de llenado máximo (PFR), permanece alterada a pesar de la cirugía de revascularización coronaria6. Es probable que el mecanismo de la disfunción diastólica se relacione con la alteración de la bioenergética mitocondrial y la formación de colágeno en la HIB que persisten después de la cirugía de revascularización coronaria11.
Las células madre mesenquimales (MSC) proporcionan señalización terapéutica a través de exosomas para mejorar la recuperación miocárdica cuando se aplican durante la cirugía de revascularización coronaria. En este modelo porcino y en estudios paralelos in vitro , se demostró que la colocación de un parche epicárdico de MSC vicryl durante la cirugía de revascularización coronaria recupera la función contráctil con un aumento de las proteínas mitocondriales clave, a saber, PGC-1α12, un importante regulador del metabolismo energético mitocondrial13. El modelo in vitro nos permitió investigar el mecanismo de señalización de las MSC sobre el deterioro de la función mitocondrial. Los exosomas son microvesículas estables secretadas (50-150 nm) que contienen proteínas o ácidos nucleicos, incluido el microARN (miARN)14. Datos recientes in vitro sugieren que los exosomas derivados de MSC son un importante mecanismo de señalización necesario para la recuperación de la respiración mitocondrial.
Los exosomas derivados de células madre son terapias complementarias prometedoras, ya que son fácilmente accesibles, pueden producirse comercialmente y carecen de conflictos éticos. Teniendo en cuenta la traslación clínica, se creó un parche de colágeno incrustado con exosomas derivados de MSC que se puede suturar quirúrgicamente a la región de hibernación del miocardio. Se demostró que hay una entrega sostenida de exosomas utilizando este parche y proporciona una terapia regenerativa libre de células con un mecanismo de señalización paracrina que se dirige a la recuperación mitocondrial y mejora la biogénesis mitocondrial15. Este procedimiento proporciona el modelo preclínico para estudiar el impacto de las terapias derivadas de MSC para mejorar la función cardíaca mediante la mejora de la función mitocondrial y la reducción de la inflamación en el momento de la revascularización y revertir las adaptaciones de los miocitos a la isquemia crónica.
En este estudio, se muestra un método quirúrgico de cirugía de revascularización coronaria sin bomba que utiliza anastomosis de LIMA a DA para derivar el área de estenosis de la DA proximal, imitando el tratamiento estándar para pacientes con EAC. Como terapia adyuvante con cirugía de revascularización coronaria, se demostró la aplicación quirúrgica de un parche de colágeno incluido en exosomas derivado de MSC en la región isquémica del miocardio. Este modelo quirúrgico se puede utilizar para estudiar las respuestas fisiológicas al efecto paracrino observado con el uso de un parche de exosomas, así como los mecanismos moleculares de recuperación.
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Protocolo
Los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales (IACUC, por sus siglas en inglés) del Centro Médico VA de Minneapolis y la Universidad de Minnesota han aprobado todos los estudios con animales. Se siguieron las directrices actuales de los Institutos Nacionales de Salud (NIH, por sus siglas en inglés) para el uso y cuidado de animales de laboratorio.
1. Aislamiento de células madre mesenquimales y preparación y caracterización de exosomas
- Aislamiento de células madre mesenquimales (MSC) derivadas de la médula ósea
- Obtener 30-50 ml de médula ósea estéril del esternón o la tibia de una hembra de cerdo Yorkshire-Landrace de 20 semanas de edad. Para ello, introducir una aguja interósea 15G de 25 mm en el esternón o la tibia y extraer la muestra en una jeringa de 60 mL con 10 mL de heparina.
NOTA: Para más detalles sobre la recolección de médula ósea consultar Pittenger et al. y Hocum-Stone et al.12,16. - En resumen, pase la muestra de médula ósea a través de un tubo Vacutainer CPT con heparina durante 30 min a 1800 x g.
- Retire la capa leucocitaria que contiene las células mononucleares y lávese con la solución salina equilibrada de Hank. Células mononucleares en gránulos por centrifugación y resuspensión en medio de crecimiento (10% de suero fetal bovino [FBS]).
- Transfiera las células mononucleares a matraces de cultivo celular para su crecimiento adherente. Aislar las MSCs de la fracción mononuclear por su naturaleza adherente.
- Lavar todas las MSC que no sean MSC dentro de las 24 h, dejando una monocapa de MSC en el matraz de cultivo de tejidos. Confirmar el fenotipo de MSC mediante citometría de flujo, asegurando negatividad para CD45, un marcador hematopoyético, y positividad para CD90 y CD105, marcadores de MSC.
- Obtener 30-50 ml de médula ósea estéril del esternón o la tibia de una hembra de cerdo Yorkshire-Landrace de 20 semanas de edad. Para ello, introducir una aguja interósea 15G de 25 mm en el esternón o la tibia y extraer la muestra en una jeringa de 60 mL con 10 mL de heparina.
- Preparación y caracterización de exosomas a partir de células madre mesenquimales porcinas
- Siembre 1 x 104 cardiomiocitos de rata H9C2 y cultivo en 1x DMEM+ 10% FBS y 1x Pen/estreptococo. Siembra 2 x 104 MSCs porcinas en DMEM avanzado + 5% FBS y 1x Pen/estreptococo.
- Una vez que ambas líneas celulares tengan al menos un 80% de confluencia, cambie el medio a medios H9C2 y MSC agotados en exosomas.
- Exponer los cardiomiocitos H9C2 a una hipoxia leve (1%O2 durante 24 h). Retire los matraces de hipoxia después de 24 h y pipetee los medios H9C2.
- Retire y deseche el medio MSC del matraz MSC. Agregue medios H9C2 purificados al matraz MSC. Incubar el matraz durante 6 h en condiciones normóxicas (5% CO2, 20% O2 y 37 °C).
- Extraiga los exosomas del medio condicionado cocultivado utilizando el reactivo de aislamiento total de exosomas siguiendo las instrucciones del fabricante.
- Verificar la identificación de exosomas mediante la detección por Western blot de proteínas exosomales comunes con anticuerpos contra CD-63 (1:1000)17.
- Realizar análisis de seguimiento de nanopartículas (NTA) para cuantificar los exosomas y la evaluación del tamaño de las nanopartículas y su distribución. Para ello, disuelva la proteína total (50 μg) de los exosomas en 500 μL de PBS para determinar la concentración y la distribución del tamaño de los exosomas mediante el uso de un analizador de seguimiento de nanopartículas.
- Analice los datos utilizando un software de seguimiento de nanopartículas.
2. Cirugía de injerto de derivación de la arteria coronaria sin bomba
- Preparación de los animales
- Pesar al animal (cerdas Yorkshire-Landrace hembras de 16 semanas de edad) 3 días antes de la hora programada para la cirugía. Ayunar al animal durante 12 h antes de la cirugía mientras tiene acceso a agua durante el ayuno.
- Administrar buprenorfina 0,18 mg/kg por vía intramuscular 2-4 h antes de la cirugía.
- Inducción del animal
- Sedar al animal mediante una inyección intramuscular de 6,6 mg/kg de tiletamina-zolazepam/xilacina.
- Espere 15 minutos para asegurar una sedación adecuada evaluando el tono de la mandíbula seguido de la colocación de un catéter 22G en la vena del oído central.
NOTA: Se puede considerar otra vena periférica (es decir, una vena cefálica) si la vena del oído es inadecuada. - Administre el ungüento oftálmico por vía tópica en cada ojo. Administrar 1-2 mg/kg de propofol por vía intravenosa para inducir anestesia general. El tono de la mandíbula refleja de manera más confiable la profundidad de la anestesia y debe evaluarse durante todo el procedimiento.
- Intubar al animal con un tubo endotraqueal de tamaño adecuado.
- Cirugía
- Afeitar el esternón y la ingle del animal en preparación para el procedimiento quirúrgico.
- Ajuste la ventilación mecánica a 10-15 respiraciones por minuto, oxígeno 1-4 L/min e isoflurano 1.0-3.0% según sea necesario para mantener la anestesia profunda para la cirugía. Verifique si hay ausencia de reflejo ocular o mandibular para confirmar la anestesia profunda.
- Equipo de monitoreo de posición (Electrocardiograma, CO2 al final de la espiración, frecuencia cardíaca, saturación de oxígeno, presión arterial y temperatura) en el animal.
- Conecte el catéter intravenoso a una bolsa de solución salina normal o de anillos de lactato para administrar líquidos de mantenimiento de forma continua.
- Preparar la piel mediante técnica aséptica con exfoliante de povidona yodada y solución 3x para una esterilidad adecuada y minimizar el riesgo de infección del sitio quirúrgico.
- Administre lidocaína por vía intravascular (dosis de carga de 2 mg/kg o infusión continua a dosis de 50 mcg/kg/min) para prevenir arritmias.
- Coloque al animal dorsalmente y cúbralo con toallas estériles.
- Realice un corte de la arteria femoral izquierda o derecha para la colocación de la línea arterial mediante la técnica de Seldinger y luego conecte el catéter al transductor para la monitorización continua de la presión arterial en el momento de la cirugía.
- Utilice la electrocauterización monopolar para hacer una incisión de 20 cm que se extienda desde la escotadura esternal proximalmente hasta la apófisis xifoidea distalmente, y para incidir capas de músculos, grasa subcutánea y tejido conectivo hasta el esternón.
- Realice la esternotomía mediana mediante el uso de una sierra oscilante.
NOTA: Se evita la sierra estándar para la esternotomía repetida, ya que conlleva un mayor riesgo de lesión miocárdica debido a adherencias pericárdicas previas del procedimiento de toracotomía izquierda realizado para colocar el constrictor de la DA. - Divida la placa esternal posterior con unas tijeras. Utilice un retractor torácico especializado para una visualización adecuada del mediastino.
- Diseccione las adherencias utilizando electrocauterización monopolar o las tijeras Metzenbaum. Diseccionar cuidadosamente el músculo periesternal y la grasa para exponer la arteria mamaria interna izquierda (LIMA).
- Una vez que LIMA esté expuesto lateralmente al borde esternal, sepárelo suavemente de la pared torácica mediante disección roma con punta de electrocauterización. Utilice el LIMA como un injerto esqueletizado.
- Iniciar la disección a nivel del3er espacio intercostal. Eleve suavemente el borde esternal izquierdo para una visualización óptima.
- Use una tracción suave sobre la adventicia para exponer las ramas arteriales y venosas de LIMA. Corta el lado LIMA de las ramas con hemoclips y cauteriza el lado de la pared torácica de las ramas.
NOTA: Se debe tener cuidado de no cauterizar el clip en el LIMA, ya que esto puede causar el estrechamiento del conducto. - Una vez movilizado un segmento inicial de LIMA, continuar la disección proximalmente hacia el nivel de la vena subclavia y distalmente hasta la bifurcación de LIMA.
- Una vez finalizada la disección, administrar heparina por vía intravenosa a una dosis de 100-300 U/kg. Espere 3 minutos después de la administración de la heparina.
- Después de 3 minutos, corte el extremo distal de la LIMA, justo antes del nivel de la bifurcación de LIMA, y divida el conducto. Cose el extremo distal con un lazo de sutura de seda 2-0 libre.
- Prepare el extremo proximal para el injerto. Inspeccione visualmente la calidad del flujo dejando que el injerto sangre durante unos segundos.
- Pinza suavemente el extremo distal del conducto LIMA con una pinza bulldog atraumática para evitar el sangrado. Abrir el pericardio con una T invertida haciendo una incisión de aproximadamente 5-6 cm. Coloque suturas de tamaño 3-0 en el pericardio para tracción a ambos lados de la hendidura.
- Estabilice la DA con cintas de retracción de silicona y estabilizador de tejido, que se fija al retractor esternal. Realizar una arteriotomía en la arteria LAD distal a la estenosis (causada por la banda constrictora) con una cuchilla de 11 hojas y extender con una tijera de iris.
- Coloque una derivación coronaria del tamaño adecuado en el DA. Realice la anastomosis de LIMA a LAD con sutura no absorbible 7-0 utilizando una técnica de derivación fuera de la bomba. Suelte el oclusor bulldog en el LIMA y confirme la hemostasia.
- Preparación del parche de exosomas derivado de células madre mesenquimales (MSC)
- Después de aislar con éxito los exosomas de las MSC, suspenda aproximadamente 3 x 108 exosomas en 3 ml de solución salina normal y agréguelos a la esponja de colágeno.
- Llevar 3 ml de suspensión de exosomas a temperatura ambiente a unos 22 °C durante 10 min. Coloque 2 esponjas de collage absorbibles (cada una de 1,27 cm x 2,54 cm) en una placa de Petri mediana.
- Use una jeringa de 5 ml con una aguja de 18G para mezclar suavemente la suspensión de exosomas. Pipetee lentamente 1,5 ml de suspensión en cada esponja de colágeno y espere 5 minutos para que se absorba por completo.
- Colocación del parche de exosomas
- Coloque la esponja cargada de exosomas boca abajo sobre la región de hibernación del corazón, que es el epicardio de la región septal anterior en la distribución de la DA.
- Coloque suavemente dos esponjas para cubrir la región de hibernación del corazón. Utilice una malla de poliglactina de 3,5 cm x 1,0 cm para cubrir cada esponja de colágeno.
- Cose la malla en el epicardio con suturas finas interrumpidas 7-0.
- Colocación de una sonda torácica
- Coloque un tubo torácico a través de una incisión de puñalada separada, cerca de la cara inferior de la incisión de esternotomía. Coloque el tubo torácico con cuidado sobre la cara anterior del corazón.
- Una vez que el tubo esté en su lugar, coloque una sutura de cuerda de bolso con sutura 3-0 usando una sutura de colchón horizontal para permitir el cierre de la herida al retirar el tubo.
- El tubo torácico se mantiene hasta el cierre torácico completo.
- Cierre de pecho
- Aproximar el esternón con suturas no absorbibles usando un patrón en forma de ocho. Administrar 1 mg/kg de bupivacaína por vía intramuscular a lo largo de toda la incisión.
NOTA: Se utiliza sutura en lugar de alambres para evitar interferencias con las imágenes de resonancia magnética. - Cierre las capas de músculo y piel de la manera estándar utilizando sutura absorbible 2-0 y 3-0, respectivamente.
- Realice una retención de la respiración y succión para evacuar todo el aire de la cavidad torácica. Controle la presión de las vías respiratorias en el ventilador con precaución y mantenga la presión entre 15 y 22 mmHg y suéltela cuando haya terminado.
- Una vez evacuado todo el aire, retire el tubo torácico mientras cierra la herida con la sutura del cordón del bolso. Aplique pegamento adhesivo tópicamente para cubrir la incisión esternal.
- Aproximar el esternón con suturas no absorbibles usando un patrón en forma de ocho. Administrar 1 mg/kg de bupivacaína por vía intramuscular a lo largo de toda la incisión.
- Cuidados postoperatorios después de la cirugía
- Retire gradualmente al animal del respirador a medida que se cierra la incisión en la piel. Asegúrese de que el animal sea capaz de respirar espontáneamente y proteja los reflejos antes de desconectar al animal del equipo de anestesia.
- Retire el tubo endotraqueal después de confirmar que el animal es capaz de proteger sus vías respiratorias. Cubra la incisión en la piel con un apósito estéril y no adherente incrustado con ungüento antibiótico para minimizar la infección del sitio quirúrgico.
- Continúe monitoreando los signos vitales, incluida la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria y la temperatura corporal cada 15 minutos hasta que el animal pueda mantener su posición sin ayuda.
- Asegúrese de que el animal no se quede desatendido hasta que pueda levantar y mantener la cabeza erguida y pueda pararse sin ayuda. Administrar meloxicam a una dosis de 0,2 mg/kg por vía subcutánea antes de transportar al animal a la unidad de recuperación.
- Transportar al animal a la unidad de recuperación cuando el animal esté estable. Mantenga el apósito del sitio quirúrgico en la incisión hasta el día 3 del postoperatorio. Reemplace el apósito si se ensucia.
- Continúe monitoreando el nivel del dolor, la incisión en la piel y el bienestar general del animal durante los primeros 5 días después de la cirugía. Administrar media dosis de meloxicam (0,1 mg/kg) según sea necesario una vez al día para el dolor irruptivo.
- Aloje al animal durante los primeros 5 días después de la cirugía mientras las incisiones cicatrizan para reducir el riesgo de infección del sitio quirúrgico por parte de otro animal. Regrese el animal al alojamiento grupal después de 5 días.
- Informar al veterinario o al personal correspondiente de cualquier complicación o cambio en el estado del animal (fiebre, ascitis, pérdida de peso, inapetencia, etc.).
3. Angiografía coronaria mediante acceso femoral
- Asegure al animal en la mesa de operaciones en decúbito dorsal. Inicie la ventilación mecánica a 10-15 respiraciones por minuto. Ajuste el oxígeno a 2-4 L/min, el isoflurano al 1% y al 4%, según sea necesario para mantener un plano profundo de anestesia.
- Coloque cables de ECG en la extremidad del animal para controlar el ritmo cardíaco. Evalúe al animal para determinar la profundidad de la anestesia. Considere al animal profundamente anestesiado cuando el reflejo ocular o mandibular está ausente.
- Limpie el área del pecho y el cuello con un exfoliante de povidona yodada y luego cubra al animal con toallas.
- Acceda a la arteria femoral a través de un corte quirúrgico y exponga la arteria y la vena femoral. Realizar una incisión longitudinal de 1-2 mm con una cuchilla n.º 11 en la arteria femoral y canular la arteria utilizando una vaina introductora de 11 Fr en la luz del vaso.
- Después de obtener el acceso, avanzar el catéter para realizar una angiografía coronaria para evaluar la permeabilidad anatómica del injerto LIMA-LAD.
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Resultados
Tras la revascularización, se realiza una angiografía coronaria para evaluar la estenosis de la DA (mayor del 80%) y la permeabilidad del injerto LIMA-DA (Figura 1). Cuatro semanas después de la cirugía de revascularización y la colocación del parche de colágeno cargado de exosomas, se realiza una resonancia magnética cardíaca para evaluar la función sistólica y diastólica del corazón en reposo y bajo estrés utilizando una infusión de dobutamina en dosis bajas a 5 μg/kg/min. La función sistó...
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Discusión
Este estudio presenta el primer modelo porcino de miocardio crónicamente isquémico, en el que se demostró que el tratamiento con un parche de colágeno cargado de exosomas derivado de MSC durante la revascularización quirúrgica recupera la función diastólica y sistólica tras la estimulación inotrópica, potencialmente al dirigirse a la recuperación mitocondrial. Previamente, se demostró que en un modelo animal grande de HIB la función diastólica y sistólica, medida por resonancia magnética cardíaca, permanece deteriorada y...
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Divulgaciones
Los autores no tienen nada que revelar.
Agradecimientos
Este trabajo fue apoyado por el #I01 BX000760 de Revisión de Méritos de VA (RFK) de los Estados Unidos (EE. UU.) El Departamento de Asuntos de Veteranos, BLR&D y el Departamento de Asuntos de Veteranos de EE. UU. subvención #I01 BX004146 (TAB). También agradecemos el apoyo del Instituto del Corazón Lillehei de la Universidad de Minnesota. El contenido de este trabajo no representa los puntos de vista del Departamento de Asuntos de Veteranos del Gobierno de los Estados Unidos.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 5 Ethibond | Ethicon | MG46G | Sutura |
| # 40 cuchilla cortaúñas | Oster | 078919-016-701 | Eliminar el vello de los sitios de cirugía |
| 0 Vicryl | Ethicon | J208H | Sutura |
| mL Jeringa | Medtronic/Covidien | 1188100777 | Administrar agentes inyectables |
| Cinta médica de 1" | Medline | MMM15271Z | Herida segura Apósito y catéteres intravenosos |
| 1000 ml Cloruro de sodio al 0,9 % | Baxter | 2B1324X | Líquido de reemplazo intravenoso |
| Jeringa de 12 ml | Medtronic/Covidien | 8881512878 | Administrar agentes inyectables |
| 18 agujas de ga | BD | 305185 | Administración de agentes inyectables |
| 20 agujas | de gas BD | 305175 | Administración de agentes inyectables |
| de 20 mL Jeringa | Medtronic/Covidien | 8881520657 | Administrar agentes inyectables |
| 2-0 Vicryl | Ethicon | J317H | Sutura |
| 250 mL 0,9% solución salina | Baxter | UE1322D | Líquido intravenoso de repuesto |
| 3 mL Syinge | Medtronic/Covidien | 1180300555 | Administrar agentes inyectables |
| 3-0 Vicryl | Ethicon | VCP824G Sutura | |
| 36" Tubo de control de presión Smith | ' s Médico | MX563 | Connect art. Línea al transductor |
| tubo endotraqueal de 4,0 mm de diámetro interno | Medline | DYND43040 | Establecer la vía aérea para la hibernación |
| 4-0 Tevdek II Strands | Deknatel | 7-922 | Sutura para asegurar el constrictor alrededor de LAD |
| 48" Tubo de control de presión Smith | ' s Medical | MX564 | Connect art. Línea al transductor |
| 500mL 0.9% Cloruro de sodio | Baxter | 2B1323Q | Entrega de fármacos, Proporcionar niebla para el soplador Mister |
| 6 mL Jeringa | Medtronic/Covidien | 1180600777 | Administrar agentes inyectables |
| Tubo endotraqueal de 6,0 mm de diámetro interno | Mallinckrodt | 86049 | Establecer la vía aérea para Revasc, RM y terminación |
| Tubo endotraqueal de 6,5 mm de diámetro interno | Medline | DYND43065 | Establecer una vía aérea para Revasc, resonancia magnética y línea de tubería de presión de terminación |
| 6" | Smith' s Medical | MX560 | Recoger médula ósea |
| 60 mL Jeringa | Medtronic/Covidien | 8881560125 | Administrar agentes inyectables |
| Tubo endotraqueal de 7,0 mm de diámetro interno | Medline | DYND43070 | Establecer vía aérea para Revasc, RM y terminación |
| 7-0 Prolene | Ethicon | M8702 | Sutura |
| Advanced DMEM (1X) | ThermoFisher Scientific 12491023 | ||
| Almohadillas de preparación con alcohol | MedSource | MS-17402 | Desinfectante de la piel |
| Unidad de filtro centrífugo Amicon Ultra-15 | Millipore Sigma | UFC910024 | |
| Máquina de anestesia | Drager | Fabious Trio | mantiene la anestesia general |
| Máquina de anestesia + ventilador | DRE Drager- Fabius Tiro | DRE0603FT | Suministrar oxígeno e inhalante al paciente |
| monitor de anestesia | Phillips Intellivue | MP70 | Multiparamétrico para la seguridad del paciente |
| Kit de línea arterial | Arrow | ASK-04510-HF | Catéter femoral para la monitorización de la presión arterial |
| Lágrimas artificiales | Rugby | 0536-1086-91 | Lubricar los ojos para evitar la sequedad de la córnea |
| Bair | Hugger 3M | Modelo 505 | Sistema de calentamiento del paciente |
| Pack básico | Medline | DYNJP1000 | Cortinas estériles y mantelería |
| Tubos de extracción de sangre - tapa verde | Fisher Scientific | 02-689-7 | Recoger muestras de sangre de microesferas |
| Soplador Mister Kit | Medtronic/Covidien | 22120 | Despeja el campo quirúrgico para la anastomosis |
| de vasos BODIPY TR Ceramida | ThermoFisher Scientific | D7540 | |
| Aguja de médula ósea - 25mm 15 ga Aguja IO | Vidacare | 9001- VC-005 | Recolectar médula ósea |
| Cera | Medline ETHW31G | Hemostasia de hueso cortado | |
| Bovie Cauterización | Covidien | E2516 | Hemostasia |
| Bupivicaína | Pfizer | 00409-1161-01 | Anestésico Local |
| Buprenorfina 0.3 mg/mL | Sigma Aldrich | B9275 | Analgésico preoperatorio para procedimientos de supervivencia |
| Célula Raspadores | Corning | 353085 | |
| Cefazolina 1 gr | Pfizer | 00409-0805-01 | Antibiótico |
| Tubo torácico | Covidien | 8888561043 | Evacua el aire de la cavidad torácica |
| Cloroprep | Becton Dickenson | 260815 | Preparación quirúrgica de la piel |
| Tubo CPT | BD | 362753 | MSC Aislamiento de médula ósea |
| Delrin Constrictor | U de MN | Hecho a medida | Crea estenosis de LAD |
| Dermabond | Ethicon | DNX12 | Adhesivo cutáneo |
| DMEM (1X) Dulbecco's Modified Eagle Medium, HEPES | ThermoFisher Scientific | 12430062 | |
| Dobutamina 12.5 mg/mL | Pfizer | 00409-2344-01 | Aumenta la presión arterial y la frecuencia cardíaca durante la segunda extracción de sangre con microesferas |
| Almohadillas de ECG | DRE | 1496 | Monitoriza el ritmo cardíaco |
| FBS con exosoma agotado FBS | ThermoFisher Scientific | A2720801 | |
| Falcon Pipetas serológicas desechables de poliestireno, estériles, 10 ml | Fisher Scientific | 13-675-20 | |
| Introductor femoral y carotídeo | Cordis- J& J | 504606P | Cánulas femorales y carotis |
| Suero fetal bovino, inactivado por calor, Gibco FBS | ThermoFisher Scientific | 16140089 | |
| Flo-thru 1.0 | Baxter | FT-12100 | utilizado para anastomos LIMA a L |
| Flo-thru 1.25 | Baxter | FT-12125 | FT-12125 |
| Flo-thru 1.5 | Baxter | FT-12150 | FT-12150 |
| Flo-thru 2.0 | Baxter | FT-12200 | FT-12200 |
| Suplemento GlutaMAX | ThermoFisher Scientific | 35050061 | |
| Cortapelos | Oster | 078566-011-002 | Eliminar el vello de los sitios de cirugía |
| Helistat esponja de colágeno | McKesson 570973 | 1690ZZ | Esponja para incrustar exosomas |
| Heparina | Pfizer | 0409-2720-03 | Anticoaggulante |
| Frascos de histología | Fisher Scientific | 316-154 | Formalina para muestras de tejido |
| HyClone Characterized Fetal Bovine Serum (FBS) | Cytiva | SH30071.03 | |
| Hypafix | BSN Medical | 4210 | Apósito seguro para heridas y catéteres intravenosos |
| Isoflurano | Sigma Aldrich | CDS019936 | Anestésico general- Inhalante |
| Tubo intravenoso para soplador Mister | Carefusion | 42493E | Se adapta a los fluidos intravenosos para soplador/Mister |
| Jelco 18 ga Catéter intravenoso | Smiths medical | 4054 | Acceso intravenoso en Revasc, RM y |
| lidocaína a término 2% | Pfizer | 00409-4277-01 | Anestésico local/antiartímico |
| Ligaclips | Ethicon | MSC20 | Grapas quirúrgicas para el desmontaje de LIMA |
| Cuchilla larga para laringoscopio | DRE | 12521 | Permite la visualización de la tráquea para la intubación |
| Meloxicam 5 mg/mL | Boehringer Ingelheim | 141-219 | Bomba |
| microesferas | Recoger muestras de sangre del introductor femoral | ||
| Cauterio monopolar | Covidien | Valleylab™ FT10 | Hemostasia |
| Nanosight NS 300 | Malvern Panalytical | MAN0541-03-ES | |
| NTA 3.1.54 software | Malvern Panalytical | MAN0520-01-ES-00 | |
| OPVAC Synergy II | Terumo Cardiovascular System | 401-230 | Posicionador cardíaco y estabilizador |
| Tanque de oxígeno Cilindro E | varios | varios | Se utiliza para Blower Mister si la máquina de anestesia no tiene medidor de flujo auxiliar |
| PBS, pH 7.2 | ThermoFisher Scientific | 20012050 | |
| Mezcla de antibióticos de penicilina-estreptomicina-neomicina (PSN) | ThermoFisher Scientific | 15640055 | |
| catéter Pigtail 145 6 French | Boston Scientific | 08641-41 | Medir presiones de baja tensión |
| Transductor de presión | varios | Debe adaptarse a la anestesia | monitor Monitorizar la presión arterial directa |
| Propofol | Diprivan | 269-29 | Agente de inducción |
| Roncuronio | Mylan | 67457-228-05 | Agente bloqueante neuromuscular |
| SR Buprenorfina 10 mg/mL | Abbott Labs | NADA 141-434 | Postoperatorio Analgésico |
| Estéril Solución Salina 20 mL | Fisher Scientific | 20T700220 | Enjuague para catéteres intravenosos |
| Sierra esternal / Sierra de necropsia | Thermo Fisher | 812822 | Se utiliza para abrir la cavidad torácica |
| Stop Cocks | Smith Medical | MX5311L | 2 para conectar a la cola de cerdo |
| Succinilcolina 20 mg/mL | Pfizer | 00409-6629-02 | Agente bloqueante neuromuscular |
| Tubo de succión | Medline | ||
| Recipiente de succión | Medline | ||
| Paquete quirúrgico con retractor torácico | varios | Ver lista de paquetes | Esternotomía femoral y mediana |
| Instrumentos quirúrgicos | varios | Ver lista | de paquetes Cortes femorales y carotídeos y esternotomía |
| Clip de resorte quirúrgico Applied | Medical A1801 | Extremo de la pinza de LIMA después del desmontaje Bomba de | |
| jeringa | Harvard | Deliver IV Infusión de dobutamina | |
| SYTO RNASelect Green Tinción de células fluorescentes - 5 mM Solución en DMSO | Millipore Sigma | S32703 | |
| Telazol 100 mg/mL | Fort Dodge | 01L60030 | Sedante preoperatorio |
| Almohadilla Telpha | Covidien | 2132 | Apósito estéril |
| para heridas Temporizador | Tiempo de recolección de muestras de sangre | ||
| Reactivo de aislamiento de exosomas totales ( de medios de cultivo celular) | ThermoFisher Scientific | 4478359 | |
| Matraz de cultivo de tejidos TPP, T75, tapa de filtro con PTFE de 0,22 | uM ThermoFisher Scientific | TP90076 | |
| Pomada antibiótica triple | & Johnson | 23734 | Tópico sobre la herida |
| Malla Vicryl | Ethicon | VKML | Parche para aplicación de células epicárdicas |
| Microesferas Vortex | Mix | ||
| Xilacina 100 mg/mL | Vedco | 468RX | Preoperatorio Sedante/ analgésico |
Referencias
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