Summary

La Ex vivo Preparación aislada Microvessel esquelético para la Investigación de la reactividad vascular

Published: April 28, 2012
doi:

Summary

Un<em> Ex vivo</emPreparación> se describe para el aislamiento de las arteriolas de resistencia del músculo gracilis más grandes para los interrogatorios tanto de las respuestas vasculares a los estímulos vasoactivos y la evaluación de las propiedades básicas estructurales a través de la mecánica de la pared pasivos.

Abstract

La preparación microvasos aislado es una preparación ex vivo, que permite el examen de las contribuciones de diferentes factores que diámetro de control del buque, y por lo tanto, la resistencia a la perfusión 1-5. Esta es una preparación clásica experimental que fue, en gran medida, descrita inicialmente por Uchida et al. 15 hace varias décadas. Esta descripción inicial sirvió de base para las técnicas que se ha modificado y mejorado ampliamente, principalmente en el laboratorio del Dr. Brian Duling en la Universidad de Virginia, 6-8, y se presenta un enfoque actual en las páginas siguientes. Esta preparación se referirá específicamente a la arteriola gracilis en una rata como la microvasos de elección, pero la preparación de base pueden aplicarse fácilmente a los buques aisladas a partir de casi cualquier otro tejido u órgano a través de especies 9-13. Mecánica (es decir, dimensiones) cambios en la microvasculatura aislado puede ser evaluado fácilmenteen respuesta a una amplia gama de fisiológico (por ejemplo, presión hipoxia, intravascular, o cizallamiento) o retos farmacológicos, y puede dar una idea de elementos mecánicos que comprenden las respuestas integradas en una intacta, aunque ex vivo, el tejido. La importancia de este método es que permite la fácil manipulación de las influencias sobre la regulación integrada del diámetro de los microvasos, mientras que también permite el control de muchas de las contribuciones de otras fuentes, incluyendo la presión intravascular (miogénica), inervación autónoma, hemodinámica ( por ejemplo, el esfuerzo cortante), estímulos endoteliales dependientes o independientes, hormonales e influencias del parénquima, para proporcionar una lista parcial. Bajo condiciones experimentales adecuadas y con objetivos adecuados, esto puede servir como una ventaja sobre in vivo o de situ tejido / órgano preparaciones, que no permiten fácilmente para el control fácil de amplios variables sistémicas.

La maJor limitación de esta preparación es básicamente la consecuencia de sus puntos fuertes. Por definición, el comportamiento de estos buques se está estudiando en condiciones en muchos de los que más contribuyen a la regulación de la resistencia vascular se han eliminado, incluso neuronales, humorales, metabólicas, etc Por lo tanto, el investigador recibe una tarjeta amarilla para evitar la sobre- interpretación y extrapolación de los datos que se recogen la utilización de esta preparación. La otra área importante de preocupación con respecto a esta preparación es que puede ser muy fácil de dañar los componentes celulares, tales como el revestimiento endotelial o el músculo liso vascular, de tal manera que la fuente variable de error puede ser introducido. Se recomienda encarecidamente que el investigador individual utilizan las medidas apropiadas para garantizar la calidad de la preparación, tanto en el inicio del experimento y periódicamente durante el curso de un protocolo.

Protocol

1. Antes del experimento Antes del día experimento, los tubos capilares de vidrio de las dimensiones apropiadas para la estación se ven involucrados en micropipetas (ya sea un extractor horizontal o vertical, se puede utilizar). El diámetro de la punta puede ser fácilmente ajustado en función del vaso que se está aislado, aunque por lo general utilizar un rango de diámetro entre 50-150 micras. Estos son luego dobladas a la configuración apropiada para el calentamiento estación siguiente microvasos so…

Discussion

El protocolo presentado describe la canulación de aislamiento, la eliminación y de un doble microvasos del músculo esquelético, aunque esta técnica general puede aplicarse fácilmente a la mayoría de los tejidos. Para el manuscrito actual, el término "arteriola" ha sido utilizado por los autores para describir a un buque de la resistencia que oscila entre 70-120 micras de diámetro, bajo tono activo de reposo, que es también una importante contribución a la regulación de la resistencia a la perfusió…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por la American Heart Association (EIA 0740129N) y NIH HL90610 T32.

Materials

Reagents and Equipment Company Comments/Catalogue #
Vessel Chamber Custom Dave Eick (MCW)
Heated Circulating Water Bath PolyScience and Haake Haake DC 10
Pipets Frederick Haer & Co. Capillary Tubing 2.0 mm OD x 1.0 mm ID (27-33-1)
Pressure Monitor World Precision Instruments  
Water Jacketed Reservoir Custom  
External Light Source World Precision Instruments Novaflex
Pipet Puller MicroData Instruments PMP102 Micropipet Puller
Full complement of surgical tools Fine Science Tools Dumont
Ultra Fine Forceps Fine Science Tools Inox #5
Silk Suture Thread Ethilon #10-0 or 9-0
Stereo Microscope Olympus Olympus SZ-11
Analog Video Calipers Boeckeler Via Controller (Via-100)
High Resolution Analog Camera Panasonic GP-MF 602
Oxygen Tank Regional 21% balance nitrogen and 5% CO2 balance nitrogen
Tubing Tygon  
Drain Pump Cole Parmer Instrument Co.  
Modified Rat PSS See recipe below  
Van Breemen’s Relaxant PSS See recipe below  

Table 1. A list of the major components of isolated microvessel station setup presented in the Figures.

Modified Rat PSS Recipe To make two liters of PSS 20X Salt Stock (2L) 20X Buffer Stock (2L)
NaCl   278.0 g  
KCl   14.0 g  
MgSO4-7H2O   11.5 g  
CaCl2-H2O   9.4 g  
NaHCO3     80.8 g
EDTA     0.4 g
NaH2PO4 0.28 g    
Glucose 1.98 g    
20x Salt Stock 100 mL    
20x Buffer Stock 100 mL    
Distilled Water 1800 mL    

Table 2. Recipe for standard physiological salt solution (PSS) used in the isolated microvessel protocols.

Comments on Recipe: Make 2 L of Salt Stock and 2 L of Buffer Stock. These can be refrigerated when not being used, but shake them well and often before preparing PSS. The additional ingredients are added at the time of preparation of final PSS.

Van Breemen’s Relaxant PSS To make 2 liters of PSS 20X Salt Stock (1L) 20X Buffer Stock (1L)
NaCl   107.4 g  
KCl   7.0 g  
MgSO4-7H2O   5.76 g  
MgCl2-6H2O   81.32 g  
NaHCO3     40.4 g
EDTA     0.2 g
EGTA     15.22
NaH2PO4 0.28 g    
Glucose 1.98 g    
20x Salt Stock 100 mL    
20x Buffer Stock 100 mL    
Distilled Water 1800 mL    

Table 3. Recipe for Van Breemen’s relaxant physiological salt solution (PSS) used in the isolated microvessel protocols under conditions of zero active tone.

Comments on Recipe: Make 1 L of Salt Stock and 1 L of Buffer Stock. These can be refrigerated when not being used, but shake them well and often before preparing PSS. The additional ingredients are added at the time of preparation of final relaxant PSS.

References

  1. Goodwill, A. G., Frisbee, S. J., Stapleton, P. A., James, M. E., Frisbee, J. C. Impact of Chronic Anticholesterol Therapy on Development of Microvascular Rarefaction in the Metabolic Syndrome. Microcirculation. , 1-18 (2009).
  2. Goodwill, A. G., James, M. E., Frisbee, J. C. Increased vascular thromboxane generation impairs dilation of skeletal muscle arterioles of obese Zucker rats with reduced oxygen tension. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 295, H1522-H1528 (2008).
  3. Samora, J. B., Frisbee, J. C., Boegehold, M. A. Growth-dependent changes in endothelial factors regulating arteriolar tone. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 292, H207-H214 (2007).
  4. Samora, J. B., Frisbee, J. C., Boegehold, M. A. Hydrogen peroxide emerges as a regulator of tone in skeletal muscle arterioles during juvenile growth. Microcirculation. 15, 151-161 (2008).
  5. Samora, J. B., Frisbee, J. C., Boegehold, M. A. Increased myogenic responsiveness of skeletal muscle arterioles with juvenile growth. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 294, 2344-2351 (2008).
  6. Dacey, R. G., Duling, B. R. A study of rat intracerebral arterioles: methods, morphology, and reactivity. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 243, H598-H606 (1982).
  7. Fredricks, K. T., Liu, Y., Lombard, J. H. Response of extraparenchymal resistance arteries of rat skeletal muscle to reduce PO2. Am. J. Physiol. 267, H706-H715 (1994).
  8. Durand, M. J., Raffai, G., Weinberg, B. D., Lombard, J. H. Angiotensin-(1-7) and low-dose angiotensin II infusion reverse salt-induced endothelial dysfunction via different mechanisms in rat middle cerebral arteries. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 299, H1024-H1033 (2010).
  9. LeBlanc, A. J., Cumpston, J. L., Chen, B. T., Frazer, D., Castranova, V., Nurkiewicz, T. R. Nanoparticle inhalation impairs endothelium-dependent vasodilation in subepicardial arterioles. J. Toxicol. Environ. Health A. 72, 1576-1584 (2009).
  10. Jernigan, N. L., LaMarca, B., Speed, J., Galmiche, L., Granger, J. P., Drummond, H. A. Dietary salt enhances benzamil-sensitive component of myogenic constriction in mesenteric arteries. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 294, H409-H420 (2008).
  11. Stapleton, P. A., Goodwill, A. G., James, M. E., Frisbee, J. C. Altered mechanisms of endothelium-dependent dilation in skeletal muscle arterioles with genetic hypercholesterolemia. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 293, R1110-R1119 (2007).
  12. Goodwill, A. G., Stapleton, P. A., James, M. E., d’Audiffret, A. C., Frisbee, J. C. Increased arachidonic acid-induced thromboxane generation impairs skeletal muscle arteriolar dilation with genetic dyslipidemia. Microcirculation. 15, 621-631 (2008).
  13. Baumbach, G. L., Hadju, M. A. Mechanics and composition of cerebral arterioles in renal and spontaneously hypertensive rats. Hypertension. 21, 816-826 (1993).
  14. Uchida, E., Bohr, D. F., Hoobler, S. W. A method for studying isolated resistance vessel from rabbit mesentery and brain and their responses to drugs. Circ. Res. 4, 525-536 (1967).
  15. Davis, M. J., Kuo, L., Chilian, W. M., Muller, J. M. I. s. o. l. a. t. e. d., Barker, J. H., Anderson, G. L., Menger, M. D. Chapter 23. Isolated, perfused microvessels. In: Clinically Applied Microcirculation Research. 32, 435-456 (1995).
  16. Lombard, J. H., Liu, Y., Fredricks, K. T., Bizub, D. M., Roman, R. J., Rusch, N. J. Electrical and mechanical responses of rat middle cerebral arterieal to reduced PO2 and prostacyclin. Am. J. Physiol. 276, H509-H516 (1994).
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Citer Cet Article
Butcher, J. T., Goodwill, A. G., Frisbee, J. C. The ex vivo Isolated Skeletal Microvessel Preparation for Investigation of Vascular Reactivity. J. Vis. Exp. (62), e3674, doi:10.3791/3674 (2012).

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