Summary

培養細胞における細胞内および細胞外アスコルビン酸の定量のための迅速かつ特異的マイクロプレートアッセイ

Published: April 11, 2014
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Summary

アスコルビン酸は、近年では光になってきたそれらの多くは、細胞代謝の多数の重要な役割を果たしている。ここでは、媒体スループット、細胞培養の両方において細胞内および細胞外アスコルビン酸の測定のための特異的かつ安価なマイクロプレートアッセイを記載している。

Abstract

ビタミンC(アスコルビン酸)は、唯一の近年の光になってきた、その多くは細胞代謝の多数の重要な役割を果たしている。脳のアスコルビン酸の恒常性のために重要であると思われる関係 – 例えば、脳内では、アスコルビン酸は、ニューロンとビシアストロサイト間のアスコルビン酸サイクルを伴う神経保護および神経調節的に作用する。さらに、新たな証拠は強くアスコルビン酸よりも古典的に認識され、細胞および全身の鉄代謝の調節において大幅に拡大役割を有することを示唆している。ノーマルと規制緩和、細胞および生物生理学のアスコルビン酸の重要な役割の増加の認識は非常に高価な専門機器を必要とせずに実行することができ、中スループットと高感度な分析手法の範囲を要求している。ここでは、BOの決定のための具体的かつ比較的安価なマイクロプレートアッセイ、中スループットの明示的な指示を提供細胞培養におけるTH細胞内および細胞外アスコルビン酸。

Introduction

1928年から1934年1に発表された論文中のアスコルビン酸(ビタミンC)、そして念願のアルバートシェント·ジェルジによる「抗壊血病因子」、および他のようなその同定の化学的性質の発見は、歴史の中で画期的なイベントでした生化学の。確かに、これらの発見は、シェント·ジェルジが1937年にノーベル生理学·医学賞を受賞しているに貢献した。動物や植物生理学におけるアスコルビン酸のための役割の拡大を続けるスイートだけでなく、人間の健康を、アクティブな科学の対象であり続ける調査と論争。

L-アスコルビン酸が豊富な生理学的還元剤であり、哺乳動物系で補因子、酵素、コラーゲンヒドロキシル化、カルニチンやノルエピネフリン生合成、チロシン代謝とペプチドホルモンのアミド化2を含む数々の明確に定義された酵素反応に貢献しています。興味深いことに、取り付けevideNCEは、アスコルビン酸などの水酸化に関与リルとアスパラヒドロキシラーゼなどの他の鉄依存ジオキシゲナーゼを、刺激し、低酸素誘導因子(HIFS)1αおよび2α3の標的化に関与していることを示唆している。最近の報告では、アスコルビン酸が核ヒドロキシラーゼ、十文字C(のJmjC)ドメインタンパク質を刺激する、その活性を介したクロマチン脱メチル化に影響を与えることによって、T細胞の成熟に関与していることを示唆している。後者は完全な活性4のためのアスコルビン酸を必要とするように表示されます。実際、アスコルビン酸によるこのような酵素の刺激は、HIFとコラーゲンヒドロキシラーゼのアスコルビン酸による刺激と同様のメカニズムで起こると思われる。他の古典的な効果の中で、アスコルビン酸は、水溶性連鎖頑丈ラジカルスカベンジャー5などの細胞抗酸化および原形質膜のリサイクルに大きく寄与するα-トコフェロールwを、6α-トコ基の還元による(ビタミンE)HICHは、膜脂質過酸化に対する保護7において重要である。ほとんどの哺乳類は、D-グルコースからのアスコルビン酸の新たな肝臓での合成が可能であるが、重要なのは、高等霊長類、モルモットといくつかのコウモリはビタミン8の栄養源に依存しています。これはグロ遺伝子の不活性化に起因して、影響を受けていない哺乳動物のオルソログのは9月13日オキシダーゼ酵素、γ-グロノ-ラクトンをコードする。この酵素は、グルコース13からのアスコルビン酸生合成の最終的な反応のために必要である。

ヒトでの腸管腔からのトランスポーターが介在する吸収後、アスコルビン酸は、循環系によって体全体に分布している。ビタミンは、一般的に(濃度は、通常、一般的な血漿中濃度と同様である、赤血球の注目すべき例外として)、およびマイクロモルの濃で、細胞内にミリモル濃度でその還元型で発見されているほとんどの細胞外液14,15におけるentrations( 例えば 50〜200μM)。

生理的条件下では、アスコルビン酸は通常、アスコルビン酸、フリーラジカルに可逆的一電子酸化を受ける(AFR;もmonodehydroascorbateまたはsemidehydroascorbateとして知られている)。 AFRは比較的安定なラジカル16ですが、戻ってアスコルビン酸への迅速な一電子酵素的還元が存在しない場合に、2 AFRSは1アスコルビン酸とデヒドロ1(DHA)9,13,17に不均化を促進することができます。セルの内部に、アスコルビン酸、DHAの二電子酸化生成物は、急速にグルタチオンとNAD(P)H依存性酵素及び非酵素的反応によって13に戻って、アスコルビン酸を低減することができる。

それは古典的に鉄代謝におけるアスコルビン酸の唯一の重要な役割は、非ヘム鉄18の栄養吸収を刺激することであることが認められているが、我々と他の証拠Sを提供してきたtronglyアスコルビン酸塩、この金属の代謝に大幅に拡張役割を果たすことを示唆している。まず、アスコルビン酸満ち細胞によって放出されたアスコルビン酸は、細胞19,20による非トランスフェリン結合鉄の取り込みを調節するのに重要な役割を果たしていると思われる、と非常に最近の証拠は、アスコルビン酸はまた、トランスフェリン結合鉄の取り込みを調節することを示すセル21で、後半は主要な生理学的な鉄取り込み経路22に対応しています。

アスコルビン酸は哺乳類23,24の正常な中枢神経系の機能に必須である。一緒に副腎皮質、脳下垂体、胸腺、網膜と黄体と、脳は他の体組織23,25-27にアスコルビン酸の相対的な高濃度が含まれています。また、アストロサイト28,29および神経様細胞にグルタミン酸への30の両方の露出がascorbat外空間へとアスコルビン酸の放出を引き起こすことが知られているEはグルタミン酸誘発神経機能障害31に対してニューロンを保護すると考えられている。アストロサイトからのグルタミン酸誘発アスコルビン酸の放出の正確なメカニズムは不明であるが、我々は最近、アストロサイトのグルタミン酸とアスパラギン酸トランスポーター(GLASTによるグルタミン酸の取り込みによる膨潤細胞の関与を示す証拠を提供した。にも知られている興奮性アミノ酸トランスポーターアイソフォーム1 [EAAT1ヒトにおける)とアスコルビン酸塩32のような小さな有機アニオンに対して透過性容積感受性オスモライトおよび陰イオンチャネル(VSOACs)の結果としての活性化。 VSOAC形成に関与する形質膜導管の分子同一性は、33,34同定されていない。

多くのアッセイは、蛍光分光光度アッセイ及びクロマトグラフィー35,36を含む生物学的サンプル中のアスコルビン酸の測定のために開発されてきたが、特異性、感度、interferencに多くのばらつきがある化学汚染物質によるE、エンドポイントの分析物の効果的な直線範囲と安定性。さらに、アッセイの選択に影響を与える他の重要な要因は、迅速、使いやすさや、高速液体クロマトグラフィー(HPLC)装置などの比較的特殊な装置へのアクセスである。

ここでは、培養細胞における細胞内アスコルビン酸の決定だけでなく、培養細胞からのアスコルビン酸の流出を測定するための別々のアッセイのためのシンプルかつ非常に特異的な比色マイクロプレートアッセイを提示する。後者のアッセイは、ナトリウム依存性アスコルビン酸トランスポーター(SVCTs)が発表しアスコルビン酸の迅速な再取り込みによる細胞からのアスコルビン酸の放出の過小評価の問題を回避することを目指しています。これらのメソッドの両方が私たちの前の出版物19,20,32,37,38の一部で登場してきたが、この原稿は、その効果的な実行のための命令とガイドラインの明示的なセットを提供します。

Protocol

1。培養細胞における細胞内アスコルビン酸の決定 細胞培養および収穫 標準的な培養手順19-21,32,38を使用して懸濁液(例えば 、ヒト赤白血病、K562)または付着細胞( 例えば 、一次星状膠細胞)を成長させる。注意:細胞はアスコルビン酸が含まれていることを確認するために、どちらかアスコルビン酸またはDHA 33,39などのアスコルビ…

Representative Results

浮遊培養細胞の細胞内アスコルビン酸の定量第一のアッセイ( 図1)において、細胞内アスコルビン酸は、以前公開された手順37でフェロシアン化物の高感度な測定を使用して、フェロシアンするフェリシアン化( すなわち 、AOと小文字を区別)削減アスコルビン酸特有の後、決定されます。アスコルビン酸の検出は、フェロシアン化による第一…

Discussion

本稿では、培養細胞における細胞内および細胞外コンパートメントから派生したアスコルビン酸の測定のための2、迅速な特定と比較的敏感比色マイクロプレートアッセイを提示する。アッセイは、標準的な実験機器や試薬へのアクセスを完了することができます。アッセイに必要な適度に高価な試薬は、それが、L-アスコルビン酸に向けた分析物特異性の高い学位を与…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

私たちは、星状細胞培養の寛大な供給のための博士スティーブン·ロビンソンとMSハニアCzerwinska(モナッシュ大学)に感謝しています。

Materials

Nunc 96-well flat-bottom plates Thermo 269620 Any flat-bottom 96-well plate can be used
Refrigerated benchtop microcentrifuge Eppendorf  5415D A non-refrigerated microcentrifuge that has been equilibrated to temperature in a cold room can also be used
Refrigerated bench-top centrifuge Eppendorf  5810R Swing-bucket
Bio-Rad Benchmark Plus Microplate Spectrophotometer Bio-Rad Any microplate spectrophotometer capable of reading at 593 nm can be used and is recommended. If a filter-based plate reader is used, choose the closest wavelength possible and use the standard-curve method.
Ependorf MixMate (microplate orbital mixer) Eppendorf  This is a very versatile and reliable microplate mixer and works very well for these assays
General-purpose buffers
Phosphate-buffered saline (PBS), pH 7.4
MOPS-buffered saline (MBS); 137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 15 mM MOPS-Na+, pH 7.3
MBS + 5 mM D-glucose (MBS/D)
HEPES-buffered saline + 5 mM D-glucose (HBS/D); 137 mM NaCl, 5.2 mM KCl, 1.8 mM CaCl2•2 H2O, 0.8 mM MgSO4•7 H2O, 5 mM D-glucose, 20 mM HEPES-Na+, pH 7.3)
Cell permeabilisation buffer (CPB; 0.1% saponin in PBS)
General chemicals
L-ascorbic acid or sodium L-ascorbate Sigma-Aldrich Highest purity preparations should be obtained
Dehydro-L-ascorbic acid (DHA) dimer Sigma-Aldrich 30790 Aqueous solutions theoretically yield 2 moles of DHA monomer per mole of DHA dimer
Cytochalasin B Sigma-Aldrich C6762 Stock solutions prepared in DMSO or ethanol
Ascorbate oxidase (AO) Sigma-Aldrich A0157 Stock solutions (120 U/ml) can be prepared in PBS or MBS and then frozen in aliquots
Potassium ferricyanide (FIC) Sigma-Aldrich 455989 Trihydrate
Ferene-S (3-(2-Pyridyl)-5,6-di(2-furyl)-1,2,4-triazine-5′,5′′-disulfonic acid disodium salt) Sigma-Aldrich 92940
Sodium L-glutamate Sigma-Aldrich
L-glutamine Sigma-Aldrich
Saponin Sigma-Aldrich 47036 Prepare a 0.1% stock solution
Stock solutions for intracellular ascorbate determination assay
3 M sodium acetate (pH 6.0)
Glacial acetic acid
0.2 M citric acid
3.3 mM FeCl3 in 0.1 M acetic acid
30 mM ferene-S
50% (v/v) acetic acid + 30% (w/v) trichloroacetic acid (TCA)
Stock solutions for ascorbate-efflux assay
AO (120 U/ml)
2.4 mM ferene-S
0.12 mM FeCl3 in 0.6 mM sodium-citrate

References

  1. Buettner, G. R., Schafer, F. Q. Albert Szent-Györgyi: vitamin C identification. Biochem. J. , (2006).
  2. Padayatty, S. J., Levine, M. New insights into the physiology and pharmacology of vitamin. C. Can. Med. Assoc. J. 164, 353-355 (2001).
  3. Flashman, E., Davies, S. L., Yeoh, K. K., Schofield, C. J. Investigating the dependence of the hypoxia-inducible factor hydroxylases (factor inhibiting HIF and prolyl hydroxylase domain 2) on ascorbate and other reducing agents. Biochem. J. 427, 135-142 (2010).
  4. Manning, J., et al. Vitamin C Promotes Maturation of T-Cells. Antioxid. Redox Signal. 19, 2054-2067 (2013).
  5. Asard, H., et al., Banerjee, R., et al. . Redox Biochemistry. , 22-37 (2007).
  6. Aguirre, R., May, J. M. Inflammation in the vascular bed: Importance of vitamin. C. Pharmacol. Ther. 119, 96-103 (2008).
  7. May, J. M., Qu, Z. -. c., Mendiratta, S. Protection and recycling of a-tocopherol in human erythrocytes by intracellular ascorbic acid. Arch. Biochem. Biophys. 349, 281-289 (1998).
  8. Chatterjee, I. B., Majumder, A. K., Nandi, B. K., Subramanian, N. Synthesis and some major functions of vitamin C in animals. Ann. N. Y. Acad. Sci. 258, 24-47 (1975).
  9. Rumsey, S. C., Levine, M. Absorption transport and disposition of ascorbic acid in humans. J. Nutr. Biochem. 9, 116-130 (1998).
  10. Nishikimi, M., Fukuyama, R., Minoshima, S., Shimizu, N., Yagi, K. Cloning and chromosomal mapping of the human nonfunctional gene for L-gulono-g-lactone oxidase, the enzyme for L-ascorbic acid biosynthesis missing in man. J. Biol. Chem. 269, 13685-13688 (1994).
  11. Challem, J. J., Taylor, E. W. Retroviruses, ascorbate, mutations, in the evolution of Homo sapiens. Free Radic. Biol. Med. 25, 130-132 (1998).
  12. Nishikimi, M., Yagi, K. Molecular basis for the deficiency in humans of gulonolactone oxidase, a key enzyme for ascorbic acid biosynthesis. Am. J. Clin. Nutr. 54, 12038-12088 (1991).
  13. Linster, C. L., Biosynthesis Van Schaftingen, E. V. i. t. a. m. i. n. C. recycling and degradation in mammals. FEBS J. 274, 1-22 (2007).
  14. May, J. M., Qu, Z. -. c., Qiao, H., Koury, M. J. Maturational loss of the vitamin C transporter in erythrocytes. Biochem. Biophys. Res. Commun. 360, 295-298 (2007).
  15. Wilson, J. X. Regulation of vitamin C transport. Annu. Rev. Nutr. 25, 105-125 (2005).
  16. Buettner, G. R. The pecking order of free radicals and antioxidants: lipid peroxidation, a-tocopherol, and ascorbate. Arch. Biochem. Biophys. 300, 535-543 (1993).
  17. May, J. M. Is ascorbic acid an antioxidant for the plasma membrane. FASEB J. 13, 995-1006 (1999).
  18. Atanassova, B. D., Tzatchev, K. N. Ascorbic acid – important for iron metabolism. Folia Med. (Plovdiv). 50, 11-16 (2008).
  19. Lane, D. J. R., Lawen, A. Non-transferrin iron reduction and uptake are regulated by transmembrane ascorbate cycling in K562 cells). J. Biol. Chem. 283, 12701-12708 (2008).
  20. Lane, D. J. R., Robinson, S. R., Czerwinska, H., Bishop, G. M., Lawen, A. Two routes of iron accumulation in astrocytes: ascorbate-dependent ferrous iron uptake via the divalent metal transporter (DMT1) plus an independent route for ferric iron. Biochem. J. 432, 123-132 (2010).
  21. Lane, D. J. R., Chikhani, S., Richardson, V., Richardson, D. R. Transferrin iron uptake is stimulated by ascorbate via an intracellular reductive mechanism. Biochim. Biophys. Acta. 1833, 1527-1541 (2013).
  22. Lawen, A., Lane, D. J. R. Mammalian iron homeostasis in health and disease: uptake, storage, transport, and molecular mechanisms of action. Antioxid. Redox Signal. 18, 2473-2507 (2013).
  23. Grünewald, R. A. Ascorbic acid in the brain. Brain Res. Brain Res. Rev. 18, 123-133 (1993).
  24. Harrison, F. E., May, J. M. Vitamin C function in the brain: vital role of the ascorbate transporter SVCT2. Free Radic. Biol. Med. 46, 719-730 (2009).
  25. Rebec, G. V., Pierce, R. C. A vitamin as neuromodulator: ascorbate release into the extracellular fluid of the brain regulates dopaminergic and glutamatergic transmission. Prog. Neurobiol. 43, 537-565 (1994).
  26. Hediger, M. A. New view at C. Nat. Med. 8, 445-446 (2002).
  27. Du, J., Cullen, J. J., Buettner, G. R. Ascorbic acid: Chemistry, biology and the treatment of cancer. Biochim. Biophys. Acta. 1826, 443-457 (2012).
  28. Wilson, J. X., Peters, C. E., Sitar, S. M., Daoust, P., Gelb, A. W. Glutamate stimulates ascorbate transport by astrocytes. Brain Res. 858, 61-66 (2000).
  29. Danbolt, N. C. Glutamate uptake. Prog. Neurobiol. 65, 1-105 (2001).
  30. May, J. M., Li, L., Hayslett, K., Qu, Z. -. c. Ascorbate transport and recycling by SH-SY5Y neuroblastoma cells: response to glutamate toxicity. Neurochem. Res. 31, 785-794 (2006).
  31. Rice, M. E. Ascorbate regulation and its neuroprotective role in the brain. Trends Neurosci. 23, 209-216 (2000).
  32. Lane, D. J. R., Lawen, A. The glutamate aspartate transporter (GLAST) mediates L-glutamate-stimulated ascorbate-release via swelling-activated anion channels in cultured neonatal rodent astrocytes. Cell. Biochem. Biophys. 65, 107-119 (2012).
  33. Lane, D. J. R., Lawen, A. Ascorbate and plasma membrane electron transport – enzymes vs efflux. Free Radic. Biol. Med. 47, 485-495 (2009).
  34. Davies, A. R. L., Belsey, M. J., Kozlowski, R. Z. Volume-sensitive organic osmolyte/anion channels in cancer: novel approaches to studying channel modulation employing proteomics technologies. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1028, 38-55 (2004).
  35. Novakova, L., Solich, P., Solichova, D. HPLC methods for simultaneous determination of ascorbic and dehydroascorbic acids. Trends Anal. Chem. 27, 942-958 (2008).
  36. Vislisel, J. M., Schafer, F. Q., Buettner, G. R. A simple and sensitive assay for ascorbate using a plate reader. Anal. Biochem. 365, 31-39 (2007).
  37. Lane, D. J. R., Lawen, A. A highly sensitive colorimetric microplate ferrocyanide assay applied to ascorbate-stimulated transplasma membrane ferricyanide reduction and mitochondrial succinate oxidation. Anal. Biochem. 373, 287-295 (2008).
  38. Lane, D. J. R., Robinson, S. R., Czerwinska, H., Lawen, A. A role for Na+/H+ exchangers and intracellular pH in regulating vitamin C-driven electron transport across the plasma membrane. Biochem. J. 428, 191-200 (2010).
  39. Corti, A., Casini, A. F., Pompella, A. Cellular pathways for transport and efflux of ascorbate and dehydroascorbate. Arch. Biochem. Biophys. 500, 107-115 (2010).
  40. Laroff, G. P., Fessenden, R. W., Schuler, R. H. The electron spin resonance spectra of radical intermediates in the oxidation of ascorbic acid and related substances. J. Am. Chem. Soc. 94, 9062-9073 (1972).
  41. Dringen, R., Kussmaul, L., Hamprecht, B. Detoxification of exogenous hydrogen peroxide and organic hydroperoxides by cultured astroglial cells assessed by microtiter plate assay. Brain Res. Brain Res. Protoc. 2, 223-228 (1998).
  42. Lane, D. J. R., Lawen, A. Transplasma membrane electron transport comes in two flavors. Biofactors. 34, 191-200 (2009).
  43. Lin, S., Lin, D. C., Flanagan, M. D. Specificity of the effects of cytochalasin B on transport and motile processes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 75, 329-333 (1978).
  44. May, J. M., Qu, Z. C., Juliao, S., Cobb, C. E. Ascorbic acid decreases oxidant stress in endothelial cells caused by the nitroxide tempol. Free Radic. Res. 39, 195-202 (2005).
  45. Avron, M., Shavit, N. A sensitive and simple method for determination of ferrocyanide. Anal. Biochem. 6, 549-554 (1963).
check_url/fr/51322?article_type=t

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Citer Cet Article
Lane, D. J. R., Lawen, A. A Rapid and Specific Microplate Assay for the Determination of Intra- and Extracellular Ascorbate in Cultured Cells. J. Vis. Exp. (86), e51322, doi:10.3791/51322 (2014).

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