Waiting
Traitement de la connexion…

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Intrastriatal Инъекция аутологичной крови или клостридиальной коллагеназы как мышиный Модели внутримозгового кровоизлияния

Published: July 3, 2014 doi: 10.3791/51439
Automatic Translation
1, 1, 2, 3, 1,4, 1,2,4, 1,2
1Multidisciplinary Neuroprotection Laboratories, Department of Anesthesiology, Duke University, 2Department of Neurology, Duke University, 3Department of Radiology, Duke University, 4Department of Neurobiology, Duke University

Abstract

Внутримозгового кровоизлияния (ICH) является распространенной формой болезни сосудов головного мозга и связано с высокой заболеваемостью и смертностью. Отсутствие эффективного лечения и отказа крупных клинических испытаний, направленных на гемостаза и удаления сгустка продемонстрировать необходимость дальнейшего механизма по инициативе расследования НКН. Это исследование может быть выполнено через рамках, предусмотренных доклинических моделях. Два мышиные модели в популярной использования, включают intrastriatal (базальные ганглии) инъекции либо аутологичных цельной крови или клостридий коллагеназы. Так, каждая модель представляет отчетливо различные патофизиологические особенности, связанные с ICH, использование конкретной модели может быть выбрана на основе какой аспект заболевания должны быть изучены. Например, аутологичных инъекции крови наиболее точно представляет реакцию мозга на наличие интрапаренхимальные крови, и может наиболее точно воспроизвести долевой кровоизлияния. Clostridial инъекции коллагеназы наиболее точно представляет секРазрыв центр судно и гематома эволюция характерна глубоких кровоизлияний. Таким образом, каждая модель приводит к различным образованием гематомы, нейровоспалительных ответ, развития отека мозга и нейроповеденческих результатов. Устойчивость предполагаемого терапевтического вмешательства может быть лучше всего оценивать с помощью обеих моделей. В этом протоколе, индукция ICH, используя обе модели, немедленное послеоперационное демонстрацию травмы и ранние методы послеоперационного ухода демонстрируются. Обе модели приводят к воспроизводимых травм, объемы гематома, и нейроповеденческих дефицита. Из-за разнородности человеческого ICH, несколько доклинические модели необходимы тщательно изучить патофизиологические механизмы и тестирования потенциальных терапевтических стратегий.

Introduction

Внутримозгового кровоизлияния (ICH) является относительно распространенной формой болезни сосудов головного мозга с примерно 40-50% пострадавших пациентов умирает в течение 30 дней 1. К сожалению, небольшое улучшение было сделано в смертности за последние 20 лет 2. Сообщения из Национальных Институтов Здоровья 3 и руководящих принципов от Американской ассоциации сердца 4 подчеркнул важность развития клинически значимых моделей ICH расширить понимание патофизиологии и разработать для новых терапевтических подходов.

Несколько моделей существуют, чтобы имитировать человеческий НКН 5. Как понимание ICH патофизиологии созревает, стало очевидно, что целый ряд моделей может быть использован для изучения различных аспектов заболевания. Ранее используемые модели включают мышиный амилоида ангиопатия 6, интрапаренхимальные вставки микросферы и инфляции 7, а также прямой артериальной кровиинфильтрация 8,9. Лобар кровотечение из амилоидной ангиопатии была смоделирована с использованием трансгенных мышей и представляет собой отличный ICH подтип. Модели микросферы имитировать острую массовую силу с образованием гематомы, но не в состоянии захватить клеточный ответ мозга на наличие крови. Наконец, прямая инфильтрация артериальное подвергает мозг артерий давлениях от бедренной артерии. Таким образом, эта модель имитирует артериальное давление и наличие крови, но не подвергать мозг микрососудов травмы от небольшого разрыва кровеносного сосуда. Кроме того, эта модель имеет по своей сути высокую изменчивость. Интересно, что крыс со спонтанной гипертензией 10 развивается спонтанная НКН, поскольку они стареют. Изучение этих животных после развития ICH может имитировать болезнь в присутствии одного из основных сопутствующих заболеваний, предрасполагающих людей к ICH. В то время как эти другие модели существуют, intrastriatal инъекция клостридиальной коллагеназы 11 или instrastiatal инъекцииutologous цельной крови 12 являются, в настоящее время, два наиболее распространенных моделей используется в доклинических исследований ICH.

ICH выбор модели должны быть сделаны на основе объективного экспериментального вопрос, в том числе выбора видов и способа вызывать образование гематомы. Например, свиньи крупных животных с относительно большими объемами белого вещества мозга по сравнению с мышами. Таким образом, свинина модели подходят для исследования белого вещества патофизиологии следующие ICH. В отличие от этого, мозг грызунов в основном серое вещество, но трансгенные системы делают грызуны полезно оценить молекулярные механизмы повреждения и восстановления после ICH. Каждая модель имеет свои, присущие сильные и слабые стороны (табл. 1), которые должны быть тщательно продуманы до эксперимента.

Следующие протоколы продемонстрировать аутологичных крови и инъекций коллагеназы модели у мышей. Эти модели друг был переведен с моделей, первоначально разработанных для крыс13,14 и позволяют использовать широко доступны трансгенной технологии для изучения молекулярных механизмов, связанных с клеточной гибели после ICH. Оба представляют совершенно разные механизмы травмы от человека ICH, и оба имеют совершенно разные ожидаемого результата в плане поведенческих и гистологических мер. Таким образом, некоторые гипотезы могут поддаются одной модели над другой, но многие идеи может потребовать проверки в обеих моделях.

Таблица 1. Сравнение характеристик коллагеназы-и аутологичных инъекций крови внутримозговых моделей кровоизлияния.

Воспроизводимость
Коллагеназа впрыска Кровь впрыска
Простота в использовании + + + + +
+ + + +
Контроль Кровоизлияние Размер + + + + +
Кровь рефлюкс + + +
Имитация болезни человека + -
Простота + + + +
Использование в несколько видов + + + +

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Заявление по этике: Этот протокол был одобрен Комитетом по Университет Дьюка Институциональная уходу и использованию животных в и выполняет все руководящие принципы для этического использования животных.

1. Подготовка оборудования

  1. Автоклав хирургические инструменты до операции.
  2. Лечить стереотаксической аппарат с 70% этанола.
  3. Включите водяной бане и держать температуру воды при 42 ° С
  4. Растворить Type IV-S клостридий коллагеназы в нормальном физиологическом растворе в концентрации 0,075 U на 0,4 мкл.

2. Коллагеназы впрыска Модель

  1. Взвесьте мыши.
  2. Обезболить мышь в индукционной камере с 5% изофлуран в 30% O 2/70% N 2. Адекватная анестезия сигнал примерно через 2 мин, когда дыхания мыши замедлился до 1 в секунду.
  3. Интубировать трахею с 30 мм 20 G внутривенного катетера.
  4. Подключите катетергрызун вентилятор и механически вентиляции легких с 1,6% изофлуран в 30% O 2/70% N 2 при скорости 105 вдохов в минуту с передаваемой дыхательным объемом 0,75 мл ..
  5. Бритье головы с электронным бритвы. Как только мышь под наркозом и интубации, переместить его в другую рабочую станцию ​​для бритья, а затем вернулся к хирургическому скамейке.
  6. Закрепите голову в стереотаксической рамки, и выравнивания положения головы с обоими корональной и сагиттальной шва в качестве опорных точек.
  7. Применить глазной мази для глаз.
  8. Вставьте ректальное датчик температуры. Поддерживать ректальной температуры в 37,0 ± 0,2 ° С с использованием днище циркулирующей водяная кровать.
  9. Протрите хирургическое площадь бетадином затем с 70% этанола и повторите 3 раза.
  10. Сделайте 1 см по средней линии головы разрез и протрите надкостницы боков со стерильным ватным аппликатором, чтобы разоблачить брегмы.
  11. Упражнение 1 мм Диаметр заусенцев отверстие 2,2 мм слева латEral брегмы дрелью с водяным охлаждением.
  12. Поверните коллагеназы флакон 5 раз, затем промыть 0,5 мкл шприц с 25 G иглы (прилагается к стереотаксической рамы) с 0,5 мкл раствора коллагеназы 5 раз (Оставьте 0,5 мкл раствора коллагеназы в шприц после последней промывки).
  13. Совместите кончик иглы с заусенцев отверстие затем изгнать 0,1 мкл из шприца и протрите иглы скос с бритвой, чтобы отменить.
  14. Использование микроманипулятора, заранее глубоко, чтобы коры иглы 3 мм и оставить неподвижно в течение 30 сек.
  15. Введите 0,4 мкл более 90 сек.
  16. Уменьшение изофлуран до 1% и оставить иглы неподвижно в течение 5 мин.
  17. Вывод иглу медленно.
  18. Применить 1 - 2 капли 0,25% бупивакаина подкожно и сшивать кожу.
  19. Выключите ИФ испаритель и удалить мышь от стереотаксической рамы.
  20. Разрешить мышь, чтобы восстановить спонтанную вентиляцию с последующим экстубации трахеи.
  21. Вернуться мышь на чистую клетку и обеспечить свободный доступ кпищи и воды.

3. Аутологичной крови впрыска Модель

  1. Выполните шаги 2.1 - 2.11 для модели инъекции коллагеназы.
  2. Draw 50 мкл стерильного физиологического солевого раствора в 30 G 50 мкл шприца.
  3. Подключите мкл шприц с 70 см ПЭ10 трубы.
  4. Выгнать всю физиологический раствор из микролитра шприца в ПЭ10 трубы, чтобы полностью де-воздух труб.
  5. Извлеките поршень шприца мкл из 1 мм, чтобы сделать воздушный пузырь на дистальном открытия трубки микролитров шприца аппарата ПЭ10, чтобы избежать смесь физиологического раствора и крови в течение последующих процедур.
  6. Протрите дистального центральный хвост регион артерии мыши с 70% этанола, и сократить артерию с бритвой от 0,5 до 1 см до кончика хвоста.
  7. Соберите 40 мкл крови из хвоста врезался в трубу-микролитра шприца аппарата ПЭ10. Примечание: что гепарин не используется в иглы, труб или мыши.
  8. Прикрепите мкл шприц на Injeводств насос.
  9. Подключение металлическую часть канюли иглы 27 G в конце ПЭ10 трубы и закрепить иглу в микроманипулятора на стереотаксической рамы.
  10. Выгнать 2 мкл крови из 27 G иглы и протрите иглы скос с бритвой, чтобы отменить.
  11. Совместите кончик иглы с заусенцев отверстие и вставить глубокие, чтобы коры иглы 3 мм.
  12. Введите 35 мкл аутологичной крови со скоростью 2 мкл в минуту.
  13. Уменьшение изофлуран до 1% и оставить иглы неподвижно в течение 10 мин.
  14. Вывод иглу в течение 30 сек.
  15. Применить 1 - 2 капли 0,25% бупивакаина подкожно и сшивать кожу.
  16. Выключите ИФ испаритель и удалить мышь от стереотаксической рамы.
  17. Разрешить мышь, чтобы восстановить спонтанную вентиляцию с последующим экстубации.
  18. Вернуться мышь на чистую клетку и обеспечить свободный доступ к пище и воде.

4. Шам Операция

  1. Выполните те же процедуры для коллагеназы Injectioн модель, но без инъекции после введения иглы.

5. Послеоперационный уход

  1. Введите 0,5 мл физиологического раствора подкожно вечером хирургической процедуры в задней части шеи животного.
  2. Обеспечение умягченной пищу водой и гель пищи в маленьких пластмассовых чашках, размещенных на полу клетки. Замените еду в день в течение 7 дней.
  3. Проверьте для потери веса, заживления ран и признаки дискомфорта в день в течение 7 дней.
  4. Если интервалы восстановления из более чем 7 дней требуется, удаление шов может быть выполнен под легкой анестезией вдыхаемого (приблизительно 1% изофлуран в 30% O 2/70% Н 2), если это необходимо.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Из-за различий в формировании гематомы (рис. 1), на той же стороне поворота показан сразу после пробуждения для аутологичных крови вводили мышам и в пределах 2 - 4 часа после инъекции коллагеназы, как расширение гематомы происходит (рис. 2). Отсутствие ипсилатеральном поворота должны поднять заботу о отсутствии существенных повреждений. В первый день после травмы, мышей в обеих моделях должны демонстрировать значительное неврологического дефицита (рис. 3). В 24 часов после инъекции, ипсилатеральные полушария показывают стабильные объемы гематомы (рис. 4); Кроме того, через 24 часа после инъекции, содержание воды мозг следует ожидать, что 79,8 + 0,34% коллагеназы в впрыском мышей и 79,3 + 0,23% в аутологичной крови впрыском мышей. Смертность следует ожидается в период с 10 - 25% от коллагеназы впрыском мышей и менее 10% аутологичных крови впрыском мышей. Неизбежные смерть из-за объема гематомы, отека головного мозга, и увеличилисьСЭД внутричерепное давление, как правило, наступает в течение первого 24 - 48 часов после intrastriatal инъекции. Смерть происходит после 72 часов, часто можно избежать при надлежащем уходе после травмы (например., Свободный доступ к смягченной еды и воды). Функциональное восстановление обычно начинается по почте травмы день 2 с аутологичной крови впрыском мышей восстанавливается значительно быстрее, чем коллагеназы впрыском мышей.

Рисунок 1
Рисунок 1. Серийный магнитно-резонансная томография мозгов мыши сравнению аутологичных кровь и коллагеназы впрыска моделей внутримозгового кровоизлияния. После внутримозгового кровоизлияния индукции через левый intrastriatal инъекции 35 мкл аутологичной крови (А) или 0,075 U Тип IV-S клостридий коллагеназы (В) в 10 - 12-недельных C57/BL6 мышей-самцов, серийный магнитный резонанс имстарение демонстрирует расширение гематомы в коллагеназы впрыском мышей по сравнению с стабильное образование гематомы в аутологичных крови впрыском мышей. Объемы гематомы являются 10.1, 23.1, 29.9 мм 3 в 1, 6, и 12 ч после инъекции коллагеназы, соответственно, и 7,0, 5,8, 3,2 мм 3 в 1, 6 и 24 часа в сутки после целого инъекции крови, соответственно. Пожалуйста, нажмите здесь чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 2
. Рисунок 2 оборота тест Угловой у мышей 24 часа после внутримозговое кровоизлияние Взятые сразу после intrastriatal инъекции коллагеназы в левую базальных ганглиев, наличие ожидаемого ипсилатеральном ответ поворота в 10 - 12. Недели старый C57/BL6 самцов мышей обозначает адекватную травмы. Это поворотныйдолжно происходить сразу после значительной травмы у мышей вводили аутологичной крови и в течение 2 - 4 ч в коллагеназы впрыском мышей. Мыши в обеих моделях показали более левые повороты после травмы по сравнению с неповрежденной мышей (** р <0,01; односторонним ANOVA с пост-специальной тест Шеффе; п = 10/group).

Рисунок 3
Рисунок 3. Производительность Rotarod после внутримозгового кровоизлияния у мышей исходном уровне и после травмы rotorod латентности 10 - 12. Недельных C57/BL6 самцов мышей в течение одной недели после того, как левая intrastriatal 35 мкл аутологичной крови, 0,075 U Тип IV-S клостридий коллагеназы-инъекции , или операция обман (* р = 0,022; повторных измерений ANOVA с пост-специальной тест Шеффе, F-значение = 12,726; п = 10/group). Мыши оцениваются через rotorod тестирования через день после травмы, чтобы избежать значительных отклонений обучения. </ Р>

Рисунок 4
. Рисунок 4 гематоксилином и эозином пятна мозг мыши после внутримозгового кровоизлияния микрофотографии 10 - 12. Недельных C57/BL6 мужских мозгах мыши на 24 часов после того, как левая intrastriatal инъекции 35 мкл аутологичной крови (справа) или 0,075 U Тип IV-S клостридий коллагеназы (слева). Объемы гематомы являются 20,2 мм 3 после инъекции коллагеназы и 6,4 мм 3 после целого инъекции крови. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Несмотря возникающих доклинических исследований и результирующие большие клинические испытания для перспективных терапевтических средств 15-18, нет фармакологических вмешательств продемонстрировали улучшить результат в ICH, и уход остается в значительной степени поддерживают. Списки возможных методов лечения может генерироваться с высокой пропускной технологий, таких как транскриптомных и протеомики работы. Хотя эти технологии продолжают продвигаться наши знания потенциальных терапевтических мишеней, вперед и назад перевод перспективных объектов может быть лучше изучены посредством использования клинически значимых доклинических моделях 19-22. Такие модели полезны, поскольку они позволяют быстро пропускную способность отобранных кандидатов, рассмотрение механизмов в естественных условиях, недорогой расследование дозирования, терапевтическое окно, и другие параметры уместны в разработке клинических испытаний 23-25. В то время как очевидные преимущества существуют при помощи доклинических моделях, моделирование должно происходить в наиболее клинически значимых Ъут логистической точки зрения системы доступны. В то время как модели существуют для «высших» порядка животных, таких как приматы, использование мышей для моделирования человеческих болезней обеспечивает недорогой, высокой пропускной и мощную технологию для изучения патологических механизмов и терапевтические эффекты. Включение трансгенных систем позволяет еще более надежной оценки механических путей и клеточных популяций, участвующих.

В настоящее время две мышиные модели находятся в общем пользовании: intrastriatal аутокровь или инъекции коллагеназы. Обе модели являются универсальными и проста в использовании, по сравнению с другими моделями, перенесших инсульт. Обе модели могут вызвать НКН в различных областях головного мозга 26, что позволяет оценить региональные меры; объем гематомы можно управлять и изменять, что позволяет для оценки легкой, средней и тяжелой травмы; и клинически значимых физиологии (например., артериальное давление, температура и т.д.) можно контролировать. Наконец, в то время как каждая модель была разработана вкрыса, как с тех пор были переведены на мышах, чтобы разрешить использование трансгенных систем 21,24,25,27. Тем не менее, каждая модель поддается изучению различных аспектов ICH, как каждый из них представляет совершенно разные компоненты ICH. Аутологичная крови инъекция может воссоздать реакцию мозга на интрапаренхимальные контакта с кровью. Таким образом, начальная масса влияет и поперечные силы, мягкий воспалительные изменения, апоптоз, и резорбции крови может все быть изучены 10,28. Кроме того, недавние изменения в этой модели привели к способности имитировать расширение гематомы 29,30. Однако эта модель не вызывает компонент повреждения сосудов и / или расширения гематомы найти в человеческой болезни. В противоположность этому, коллагеназы-инъекции добавляет элементы разрыва сосудов, раннее расширение гематомы и повышенную эффект нейровоспалительных. В то время как очевидные проблемы существуют о артефактом вклада коллагеназы в этом противовоспалительное действие, есть отсутствие жесткого еvidence для этого 31, и наши собственные (неопубликованные) данные свидетельствуют о том, что коллагеназы в изоляции не вызывает заметное воспалительную реакцию в клеточной культуре.

С процедурной точки зрения, обе модели требуют ограниченное мастерство, с микрохирургии и, таким образом, легко узнал так, чтобы получить воспроизводимые эффекты. Ловушки, которых следует избегать, включают: 1) вторжение в твердой мозговой оболочки или создания термического повреждения мозга при бурении, 2) или проникновение желудочковой системы с введения иглы. Dural травмы позволяет рефлюкс инъекционной и внутрижелудочковой результаты инъекций в практически нет интрапаренхимальные образования гематомы. Кроме того, необходимо соблюдать осторожность при извлечении иглы не нарушить вновь образованных / формирования гематомы. Смертность и следовало ожидать в определенный процент от мышей, но напрямую связана с размером гематомы и степени травмы желаемого; Таким образом, этот результат может быть титруют инъекционной объема / концентрации.

Как и все модели, протоколы будет оптимизирована для использования конкретных операторов. Из-за присущей изменчивости во всех естественных условиях систем в, опыт работы с той или иной модели в качестве ключевого фактора для успеха не может быть переоценена. Отличительные характеристики модели, опыт оператора с данной модели, итоговых показателей, представляющих интерес, и материально-технических факторов должны быть приняты во внимание при выборе наилучшего возможного экспериментальную модель.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Stereotactic frame Stoelting Co. 51603
Probe holder with corner clamp Stoelting Co. 51631
Mini grinder Power Glide Model 60100002
0.5 μl syringe Microliter 86259 25 G needle
5 μl syringe Microliter 7637-01
30 G microliter syringe Microliter 7762-03
Syringe pump KD Scientific Model 100
Heat therapy water pump Gaymar Industries, Inc. Model# TP650
Circulating waterbed CMS Tool & Die, Inc.
Rodent ventilator Harvard Apparatus Model 683
Isoflurane vaporizer Drager Vapor 19.1
Air flowmeter Cole Parmer Model PMR1-010295
Induction chamber Self made
Otoscope Welch Allyn 22820
Intravenous catheter Becton-Dickinson 381534 20 G, 1.16 inch Insyte-W
Isoflurane Baxter Healthcare Corporation NDC10019-360-69
Collagenase Type IV-S Sigma C1889
Polyethylene tubing PE10 Becton-Dickinson 427401
27 G 1 1/4 inch needle Becton-Dickinson 305136
Surgical scissors Miltex 21-539
Forceps Miltex 17-307
Needle holder Boboz RS-7840
Monofilament suture Ethicon 8698 Size 5-0
Indicating controller YSI 73ATD

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Asch, C. J., et al. Incidence, case fatality, and functional outcome of intracerebral haemorrhage over time, according to age, sex, and ethnic origin: a systematic review and meta-analysis. Lancet Neurology. 9, 167-176 (2010).
  2. Qureshi, A. I., Mendelow, A. D., Hanley, D. F. Intracerebral haemorrhage. Lancet. 373, 1632-1644 (2009).
  3. Participants, N. I. W. Priorities for clinical research in intracerebral hemorrhage: report from a National Institute of Neurological Disorders and Stroke workshop. Stroke. 36, (2005).
  4. Morgenstern, L. B., et al. Guidelines for the management of spontaneous intracerebral hemorrhage: a guideline for healthcare professionals from the American Heart Association/American Stroke Association. Stroke. 41, 2108-2129 (2010).
  5. James, M. L., Warner, D. S., Laskowitz, D. T. Preclinical models of intracerebral hemorrhage: a translational perspective. Neurocrit Care. 9, 139-152 (2008).
  6. Winkler, D. T., et al. Spontaneous hemorrhagic stroke in a mouse model of cerebral amyloid angiopathy. J Neurosci. 21, 1619-1627 (2001).
  7. Sinar, E. J., Mendelow, A. D., Graham, D. I., Teasdale, G. M. Experimental intracerebral hemorrhage: effects of a temporary mass lesion. J Neurosurg. 66, 568-576 (1987).
  8. Mendelow, A. D., Bullock, R., Teasdale, G. M., Graham, D. I., McCulloch, J. Intracranial haemorrhage induced at arterial pressure in the rat. Part 2: Short term changes in local cerebral blood flow measured by autoradiography. Neurol Res. 6, 189-193 (1984).
  9. Bullock, R., Mendelow, A. D., Teasdale, G. M., Graham, D. I. Intracranial haemorrhage induced at arterial pressure in the rat. Part 1: Description of technique, ICP changes and neuropathological findings. Neurol Res. 6, 184-188 (1984).
  10. Sang, Y. H., Su, H. X., Wu, W. T., So, K. F., Cheung, R. T. Elevated blood pressure aggravates intracerebral hemorrhage-induced brain injury. J Neurotrauma. 28, 2523-2534 (2011).
  11. Krafft, P. R., et al. Modeling intracerebral hemorrhage in mice: injection of autologous blood or bacterial collagenase. J Vis Exp. , (2012).
  12. Sansing, L. H., et al. Autologous blood injection to model spontaneous intracerebral hemorrhage in mice. J Vis Exp. , (2011).
  13. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21, 801-807 (1990).
  14. Nath, F. P., Jenkins, A., Mendelow, A. D., Graham, D. I., Teasdale, G. M. Early hemodynamic changes in experimental intracerebral hemorrhage. J Neurosurg. 65, 697-703 (1986).
  15. Anderson, C. S., et al. Rapid blood-pressure lowering in patients with acute intracerebral hemorrhage. N Engl J Med. 368, 2355-2365 (2013).
  16. Clark, W., Gunion-Rinker, L., Lessov, N., Hazel, K. Citicoline treatment for experimental intracerebral hemorrhage in mice. Stroke. 29, 2136-2140 (1998).
  17. Mayer, S. A., et al. Efficacy and safety of recombinant activated factor VII for acute intracerebral hemorrhage. N Engl J Med. 358, 2127-2137 (2008).
  18. Mendelow, A. D., et al. Early surgery versus initial conservative treatment in patients with spontaneous supratentorial lobar intracerebral haematomas (STICH II): a randomised trial. Lancet. , (2013).
  19. James, M. L., Blessing, R., Bennett, E., Laskowitz, D. T. Apolipoprotein E modifies neurological outcome by affecting cerebral edema but not hematoma size after intracerebral hemorrhage in humans. J Stroke Cerebrovasc Dis. 18, 144-149 (2009).
  20. James, M. L., Blessing, R., Phillips-Bute, B. G., Bennett, E., Laskowitz, D. T. S100B and brain natriuretic peptide predict functional neurological outcome after intracerebral haemorrhage. Biomarkers. 14, 388-394 (2009).
  21. James, M. L., Sullivan, P. M., Lascola, C. D., Vitek, M. P., Laskowitz, D. T. Pharmacogenomic effects of apolipoprotein e on intracerebral hemorrhage. Stroke. 40, 632-639 (2009).
  22. James, M. L., et al. Brain natriuretic peptide improves long-term functional recovery after acute CNS injury in mice. J Neurotrauma. 27, 217-228 (2010).
  23. Indraswari, F., et al. Statins improve outcome in murine models of intracranial hemorrhage and traumatic brain injury: a translational approach. J Neurotrauma. 29, 1388-1400 (2012).
  24. Laskowitz, D. T., et al. The apoE-mimetic peptide, COG1410, improves functional recovery in a murine model of intracerebral hemorrhage. Neurocrit Care. 16, 316-326 (2012).
  25. Lei, B., et al. Interaction between sex and apolipoprotein E genetic background in a murine model of intracerebral hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
  26. Lekic, T., et al. Evaluation of the hematoma consequences, neurobehavioral profiles, and histopathology in a rat model of pontine hemorrhage. J Neurosurg. 118, 465-477 (2013).
  27. Nakamura, T., et al. Intracerebral hemorrhage in mice: model characterization and application for genetically modified mice. J Cereb Blood Flow Metab. 24, 487-494 (2004).
  28. Yang, D., et al. Statins Protect the Blood Brain Barrier Acutely after Experimental Intracerebral Hemorrhage. J Behav Brain Sci. 3, 100-106 (2013).
  29. Rynkowski, M. A., et al. A mouse model of intracerebral hemorrhage using autologous blood infusion. Nature Protocols. 3, 122-128 (2008).
  30. Wang, J., Fields, J., Dore, S. The development of an improved preclinical mouse model of intracerebral hemorrhage using double infusion of autologous whole blood. Brain Research. 1222, 214-221 (2008).
  31. MacLellan, C. L., et al. Intracerebral hemorrhage models in rat: comparing collagenase to blood infusion. J Cereb Blood Flow Metab. 28, 516-525 (2008).

Tags

Медицина выпуск 89 внутримозговое кровоизлияние мышь доклинические аутокровь коллагеназы неврологии инсульт черепно-мозговая травма базальных ганглиев
Intrastriatal Инъекция аутологичной крови или клостридиальной коллагеназы как мышиный Модели внутримозгового кровоизлияния
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lei, B., Sheng, H., Wang, H.,… More

Lei, B., Sheng, H., Wang, H., Lascola, C. D., Warner, D. S., Laskowitz, D. T., James, M. L. Intrastriatal Injection of Autologous Blood or Clostridial Collagenase as Murine Models of Intracerebral Hemorrhage. J. Vis. Exp. (89), e51439, doi:10.3791/51439 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter