Summary

Minimaal-invasieve techniek voor injectie in Rat Optic Nerve

Published: May 19, 2015
doi:

Summary

Direct injection into the rat optic nerve is useful for regenerative research. We demonstrate a minimally-invasive technique for direct injection into a rat optic nerve that does not involve opening the skull. Using this method, surgical complications are minimized and recovery is more rapid.

Abstract

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central nervous system in a minimally-invasive surgery without bone removal. This technique describes an approach to visualization and direct injection of the optic nerve following minor fascial dissection from the orbital ridge, using a conjunctival traction suture to gently pull the eye down and out. Representative examples of an injected optic nerve show successful injection of dyed beads.

Introduction

De oogzenuw biedt een ideale locatie voor het centrale zenuwstelsel (CNS) regeneratief onderzoek met inbegrip van oogheelkundige aandoeningen, zoals optische neuritis, glaucoom en trauma. Injecties van verschillende stamcellen zijn ofwel aangetoonde werkzaamheid of belofte getoond bij het ​​vervangen van verloren myeline, waardoor axonale tellen en / of voorkomen van degeneratieve ziekten. 1,2

De menselijke oogzenuw bevat ongeveer 1.200.000 parallel axonen op weg van de retina naar de chiasm met een diameter van ongeveer 3,0-3,5 mm. 3 Voor menselijke ziekten te modelleren in het laboratorium, is de rat vaak toegepast. De volwassen rat oogzenuw bevat ongeveer 100.000 axonen binnen een diameter van ongeveer 0,5 mm. 4 een van de belangrijkste beperkingen van CNS regeneratieve activiteit is direct been. Complicaties en chirurgische risico's voor het dier hoger wanneer de schedel of wervels verwijderd. Net als de voordelen vanminimaal invasieve benaderingen in de ruggengraat, 5 direct oogzenuw injecties zonder de schedel aanbod verlaagde complicaties en een sneller herstel.

Deze techniek is gebruikt in eerdere studies. 6 In dit manuscript en bijbehorende video, demonstreren we een minimaal invasieve procedure stamcellen injecteren in de ratten optische zenuw.

Protocol

LET OP: Alle dierlijke procedures werden goedgekeurd door de Johns Hopkins Animal Care en gebruik Comite. Anesthesieapparatuur vereisen jaarlijkse inspectie en kalibratie als dat nodig is. 1. Anesthesie en positionering Anesthesie. Voer alle chirurgische ingrepen onder narcose met 2-3% isofluorane. Bevestig juiste niveau van de anesthesie door teen knijpen en ademhaling. Controleer of de rat geen krimp als reactie op een teen knijpen. OPMERKING: Een krimp geeft verdoving dat is te laat…

Representative Results

Aan het einde van het experiment werden ratten gedood en geperfuseerd met 4% paraformaldehyde. De optische zenuwen werden zorgvuldig uitgesneden en geplaatst op cryostat coupes. Figuur 2 toont een voorbeeld van een rat geheel gezichtszenuw bij laag vermogen waarin Evans blauwe kleurstof geïnjecteerd om de site te visualiseren. De pijl geeft de precieze locatie van de injectie. Deze dissectie gebeurde binnen enkele minuten na de injectie zoals aangegeven door de beperkte diffusie van de kleurstof door h…

Discussion

Direct injection into the optic nerve of stem cells or other products intended to facilitate regeneration provides a convenient model compared to other means of injections into the CNS. This technique takes less time, requires less total anesthesia, avoids drilling or removing skull or bone tissue, reduces complications rates and allows for more rapid recovery following surgery.

The most critical steps in this protocol include: 1. Adequate hemostasis in the surgical field to allow clear visua…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study was supported by NeuralStem, Inc., and Johns Hopkins Project RESTORE.

Materials

Name of Material/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Lewis rat Charles River 4 Any rat strain will work.
Anesthesia machine Surgivet CDS9000 CDS 9000 Small Animal Anesthesia Machine – Pole Mount
Infusion pump Stoelting 53129
Dissection microscope National Optical 409-411-1105
Fiber-optic light source Fisher Scientific 12-562-21
Dissection and Stereotaxic Instrument Stoelting 51400
Pipette Puller Kopf 750
Pipettes World Precision Instruments 18150-6
Disposable scalpel blades Harvard Apparatus 810-15-021
Iridectomy scissors Electron Microscopy Sciences Uniband LA-4XF

References

  1. Dahlmann-Noor, A., Vijay, S., Jayaram, H., Limb, A., Khaw, P. T. Current approaches and future prospects for stem cell rescue and regeneration of the retina and optic nerve. Canadian journal of ophthalmology Journal canadien d’ophtalmologie. 45 (4), 333-341 (2010).
  2. Quigley, H. A., Iglesia, D. S. Stem cells to replace the optic nerve. Eye. 18 (11), 1085-1088 (2004).
  3. Ghaffarieh, A., Levin, L. A. Optic nerve disease and axon pathophysiology. International review of neurobiology. 105, 1-17 (2012).
  4. Fukui, Y., Hayasaka, S., Bedi, K. S., Ozaki, H. S., Takeuchi, Y. Quantitative study of the development of the optic nerve in rats reared in the dark during early postnatal life. Journal of anatomy. 174, 37-47 (1991).
  5. Celestre, P. C., et al. Minimally invasive approaches to the cervical spine. The Orthopedic clinics of North America. 43 (1), 137-147 (2012).
  6. Hallas, B. H., Wells, M. R. A Novel Technique for Multiple Injections into the Mammalian Optic Nerve. Kopf Carrier. 54, (2001).
  7. Harvey, A. R., Hellstrom, M., Rodger, J. Gene therapy and transplantation in the retinofugal pathway. Progress in brain research. 175, 151-161 (2009).
  8. Adachi-Usami, E. Optic neuritis–from diagnosis to optic nerve transplantation. Nippon Ganka Gakkai zasshi. 104 (12), 841-857 (2000).
  9. Slater, B. J., Vilson, F. L., Guo, Y., Weinreich, D., Hwang, S., Bernstein, S. L. Optic nerve inflammation and demyelination in a rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy. Investigative ophthalmology & visual science. 54 (13), 7952-7961 (2013).
  10. Zarbin, M. A., Arlow, T., Ritch, R. Regenerative nanomedicine for vision restoration. Mayo Clinic proceedings. 88 (12), 1480-1490 (2013).
check_url/fr/52249?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Raykova, K., Jones, M. V., Huang, H., Hoffman, P. F., Levy, M. Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve. J. Vis. Exp. (99), e52249, doi:10.3791/52249 (2015).

View Video