Summary

Høy oppløsning Kvantitativ immungull Analyse av membranreseptorer på retina Ribbon Synapses

Published: February 18, 2016
doi:

Summary

The postembedding immunogold method is one of the most effective ways to provide high-resolution analyses of the subcellular localization of specific molecules. Here we describe a protocol to quantitatively analyze glutamate receptors at retinal ribbon synapses.

Abstract

Retinal ganglion cells (RGCs) receive excitatory glutamatergic input from bipolar cells. Synaptic excitation of RGCs is mediated postsynaptically by NMDA receptors (NMDARs) and AMPA receptors (AMPARs). Physiological data have indicated that glutamate receptors at RGCs are expressed not only in postsynaptic but also in perisynaptic or extrasynaptic membrane compartments. However, precise anatomical locations for glutamate receptors at RGC synapses have not been determined. Although a high-resolution quantitative analysis of glutamate receptors at central synapses is widely employed, this approach has had only limited success in the retina. We developed a postembedding immunogold method for analysis of membrane receptors, making it possible to estimate the number, density and variability of these receptors at retinal ribbon synapses. Here we describe the tools, reagents, and the practical steps that are needed for: 1) successful preparation of retinal fixation, 2) freeze-substitution, 3) postembedding immunogold electron microscope (EM) immunocytochemistry and, 4) quantitative visualization of glutamate receptors at ribbon synapses.

Introduction

Glutamat er den viktigste eksitatoriske neurotransmitter i netthinnen 1. Gangliecelle (RGCs), som fikk glutamatergic synaptic innspill fra bipolare celler 2, er utgangsnerveceller i netthinnen som sender visuell informasjon til hjernen. Fysiologiske studier viste at synaptic eksitasjon av RGCs formidles postsynaptisk av NMDA reseptorer (NMDARs) og AMPA reseptorer (AMPARs) 3,4,5. Selv eksitatoriske postsynaptiske strømmer (EPSCs) i RGCs formidles av AMPARs og NMDARs 3,5,6,7,8, spontane miniatyr EPSCs (mEPSCs) på RGCs utviser bare en AMPARs-mediert komponent 4,5,9. Men å redusere glutamatopptak avslørte en NMDAR komponent i spontane EPSCs 5, noe som tyder på at NMDARs på RGC dendritter kan befinne seg utenfor eksitatoriske synapser. Membran-forbundet guanylate kinaser (MAGUKs) som PSD-95 som klynge nevrotransmitterreseptorer, inkludert glutamat reseptorer og ion-kanalens ved synaptiske områder, også stille tydelige subsynaptic uttrykk mønstre 10,11,12,13,14.

Over de siste tiårene, konfokal immunhistokjemi og pre-embedding elektronmikroskop (EM) immunhistokjemi har blitt ansatt for å studere membran reseptor uttrykk. Selv konfokal farging avslører brede mønstre av reseptor uttrykk, gjør sin lavere oppløsning det umulig å bruke for å skille subcellulære sted. Pre-embedding EM studier i pattedyr netthinnen indikerer at NMDAR subenheter er til stede i postsynaptiske elementer ved kjegle bipolar celle bånd synapser 15,16,17. Dette er i tydelig kontrast til fysiologisk bevis. Imidlertid diffusjon av reaksjonsproduktet er et velkjent gjenstand i den forhånds innstøping immunoperoxidase metode. Derfor betyr denne tilnærmingen vanligvis ikke gi statistisk sikre data og kan ekskludere skillet mellom lokalisering til synaptiske membran versus extrasynaptic membran 18,19,20,21. PåDerimot fysiologiske og anatomiske data er i overensstemmelse med en synaptisk lokalisering av AMPARs på RGCs 3,5,7,9,22. Således blir glutamatreseptorer og MAGUKs på retinal bånd synapse lokalisert ikke bare til den postsynaptiske, men også til de perisynaptic eller extrasynaptic membranlommer. Imidlertid er en høy oppløsning kvantitativ analyse av disse membran proteiner i en retinal bånd synapse fortsatt nødvendig.

Her har vi utviklet en postembedding EM immunogold teknikk for å undersøke subsynaptic lokalisering av NMDAR underenheter, Ampar subenheter og PSD-95 etterfulgt av å estimere antall, tetthet og variasjon av disse proteinene i synapsene ut mot rotte RGCs merkes med koleratoksin subenhet B (CTB) retrograd Tracing metoder.

Protocol

Stell og håndtering av dyrene var i samsvar med NIH Animal Care og bruk Committee retningslinjer. Postnatal dag (P) 15-21 Sprague-Dawley rotter injisert med 1-1,2% CTB bilateralt gjennom den overlegne colliculus, ble opprettholdt på en 12: 12-timers lys: mørke syklus. 1. Retinal Tissue Fixation Monter følgende materialer og verktøy: En dissekere mikroskop, 2 pinsett med veldig fine tips, saks, cellulose filter papir, plast pipette og et objektglass. Bedøve rotte i …

Representative Results

Resultatene som presenteres her viser påfallende forskjellige subsynaptic lokaliseringsmønstre GluA 2/3 og NMDARs på RGC dendritter i rotte netthinnen, som beskrevet tidligere 24,25. 77% av GluA 2/3 immungullpartikler i RGC dendrittiske profiler ble plassert inne i PSD (figur 1A), i likhet med de fleste sentrale synapser. Men NMDARs ble plassert enten postsynaptisk eller extrasynaptically. 83% av GluN2A immungullpartikler ble lokalisert i PSD (figur…

Discussion

Vi har beskrevet fire teknikker for vellykket kvantitativ post-embedding immunogold EM: 1) kort og svak fiksering, 2) fryse substitusjon, 3) post-embedding immunogold flekker, og 4) kvantifisering.

EM en immun tillater påvisning av spesifikke proteiner i ultratynne vevssnitt. Antistoffer merket med gull-partikler kan direkte visualisert ved anvendelse EM. Mens kraftig påvise subsynaptic lokalisering av en membran reseptor, kan EM immunogold være teknisk utfordrende, og krever strengere op…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av egenutført programmer av National Institute of nevrologiske lidelser og hjerneslag (NINDS) og National Institute on døvhet og Other Communication Disorders (NIDCD), av National Institutes of Health (NIH). Vi takker ninds EM anlegget og NIDCD avansert bildebehandling kjerne (kode # ZIC DC 000081-03) for å få hjelp.

Materials

Paraformaldehyde EMS 15710
Glutarldehyde EMS 16019
NaH2PO4 Sigma S9638
Na2HPO4 Sigma 7782-85-6
CaCl2 Sigma C-8106
BSA Sigma A-7030
Triton X-100 Sigma T-8787
NaOH Sigma 221465
NaN3 JT Baker V015-05
Glycerol Gibco BRL 15514-011
Lowicryl HM 20 Polysciences 15924-1
Tris-Base Fisher BP151-500
Tris Fisher 04997-100
Anti-GluN2A Millipore AB1555P Dilution 1/50
Anti-GluN2B Millipore AB1557P Dilution 1/30
Anti-GluA2/3 Millipore AB1506 Dilution 1/30
Anti-PSD-95 Millipore MA1–046 Dilution 1/100
Donkey anti-rabbit IgG-10 nm gold particles EMS 25704 Dilution 1/20
Donkey anti-mouse IgG-10 nm gold particles EMS 25814 Dilution 1/20
Donkey anti-mouse IgG-5 nm gold particles EMS 25812 Dilution 1/20
Donkey anti-goat IgG-18 nm gold particles Jackson ImmunoResearch 705-215-147 Dilution 1/20
Formvar-Carbon coated nickel-slot grids. EMS FCF2010-Ni
Uranyl acetate EMS 22400-1
Methanol EMS 67-56-1
Lead citrate Leica
Leica EM AFS Leica
Leica EM CPC Leica
Ultromicrotome Leica
JEOL 1200 EM JEOL
liquid nitrogen  Roberts Oxygen
Propane Roberts Oxygen
CTB List Biological Laboratories 104 1-1.2%
Anti-CTB List Biological Laboratories 703 Dilution 1/4000

References

  1. Copenhagen, D. R., Jahr, C. E. Release of endogenous excitatory amino acids from turtle photoreceptors. Nature. 341, 536-539 (1989).
  2. Wässle, H., Boycott, B. B. Functional architecture of the mammalian retina. Physiol. Rev. 71, 447-480 (1991).
  3. Mittman, S., Taylor, W. R., Copenhagen, D. R. Concomitant activation of two types of glutamate receptor mediates excitation of salamander retinal ganglion cells. J. Physiol. 428, 175-197 (1990).
  4. Matsui, K., Hosoi, N., Tachibana, M. Excitatory synaptic transmission in the inner retina: paired recordings of bipolar cells and neurons of the ganglion cell layer. J. Neurosci. 18, 4500-4510 (1998).
  5. Chen, S., Diamond, J. S. Synaptically released glutamate activates extrasynaptic NMDA receptors on cells in the ganglion cell layer of rat retina. J. Neurosci. 22, 2165-2173 (2002).
  6. Diamond, J. S., Copenhagen, D. R. The contribution of NMDA and non-NMDA receptors to the light-evoked input-output characteristics of retinal ganglion cells. Neuron. 11, 725-738 (1993).
  7. Lukasiewicz, P. D., Wilson, J. A., Lawrence, J. E. AMPA-preferring receptors mediate excitatory synaptic inputs to retinal ganglion cells. J. Neurophysiol. 77, 57-64 (1997).
  8. Higgs, M. H., Lukasiewicz, P. D. Glutamate uptake limits synaptic excitation of retinal ganglion cells. J. Neurosci. 19, 3691-3700 (1999).
  9. Taylor, W. R., Chen, E., Copenhagen, D. R. Characterization of spontaneous excitatory synaptic currents in salamander retinal ganglion cells. J. Physiol. 486, 207-221 (1995).
  10. Kennedy, M. B. Origin of PDZ (DHR, GLGF) domains. Trends. Biochem. Sci. 20, 350 (1995).
  11. Kim, E., Sheng, M. PDZ domain proteins of synapses. Nat. Rev. Neurosci. 5, 771-781 (2004).
  12. Migaud, M., et al. Enhanced long-term potentiation and impaired learning in mice with mutant postsynaptic density-95 protein. Nature. 396, 433-439 (1998).
  13. Aoki, C., et al. Electron microscopic immunocytochemical detection of PSD-95, PSD-93, SAP-102, and SAP-97 at postsynaptic, presynaptic, and nonsynaptic sites of adult and neonatal rat visual cortex. Synapse. 40, 239-257 (2001).
  14. Davies, C., Tingley, D., Kachar, B., Wenthold, R. J., Petralia, R. S. Distribution of members of the PSD-95 family of MAGUK proteins at the synaptic region of inner and outer hair cells of the guinea pig cochlea. Synapse. 40, 258-268 (2001).
  15. Hartveit, E., Brandstätter, J. H., Sassoè-Pognetto, M., Laurie, D. J., Seeburg, P. H., Wässle, H. Localization and developmental expression of the NMDA receptor subunit NR2A in the mammalian retina. J. Comp. Neurol. 348, 570-582 (1994).
  16. Fletcher, E. L., Hack, I., Brandstätter, J. H., Wässle, H. Synaptic localization of NMDA receptor subunits in the rat retina. J. Comp. Neurol. 420, 98-112 (2000).
  17. Pourcho, R. G., Qin, P., Goebel, D. J. Cellular and subcellular distribution of NMDA receptor subunit NR2B in the retina. J. Comp. Neurol. 433, 75-85 (2001).
  18. Ottersen, O. P., Landsend, A. S. Organization of glutamate receptors at the synapse. Eur. J. Neurosci. 9, 2219-2224 (1997).
  19. Petralia, R. S., Wenthold, R. J., Ariano, M. A. Glutamate receptor antibodies: Production and immunocytochemistry. Receptor Localization: Laboratory Methods and Procedures. , 46-74 (1998).
  20. Petralia, R. S., Wenthold, R. J. Immunocytochemistry of NMDA receptors. Methods. Mol. Biol. 128, 73-92 (1999).
  21. Nusser, Z. AMPA and NMDA receptors: similarities and differences in their synaptic distribution. Curr. Opin. Neurobiol. 10, 337-341 (2000).
  22. Qin, P., Pourcho, R. G. Localization of AMPA-selective glutamate receptor subunits in the cat retina: a light- and electron-microscopic study. Vis. Neurosci. 16, 169-177 (1999).
  23. Zhang, J., Wang, H. H., Yang, C. Y. Synaptic organization of GABAergic amacrine cells in salamander retina. Visual. Neurosci. 21, 817-825 (2004).
  24. Zhang, J., Diamond, J. S. Distinct perisynaptic and synaptic localization of NMDA and AMPA receptors on ganglion cells in rat retina. J. Comp. Neurol. 498, 810-820 (2006).
  25. Zhang, J., Diamond, J. S. Subunit- and Pathway-Specific Localization of NMDA Receptors and Scaffolding Proteins at Ganglion Cell Synapses in Rat Retina. J. Neurosci. 29, 4274-4286 (2009).
  26. Peters, A., Palay, S., Webster, H. . The fine structure of the nervous system: neurons and their supporting cells, 3rd ed. , (1991).
  27. Baude, A., Nusser, Z., Roberts, J. D. B. The metabotropic glutamate receptor (mGluR1) is concentrated at perisynaptic membrane of neuronal subpopulations as detected by immunogold reaction. Neuron. 11, 771-787 (1993).
  28. Van Lookeren Campagne, M., Oestreicher, A. B., van der Krift, T. P., Gispen, W. H., Verkleij, A. J. Freeze-substitution and Lowicryl HM20 embedding of fixed rat brain: Suitability for immunogold ultrastructural localization of neural antigens. J. Hist. Cyt. 39, 1267-1279 (1991).
  29. Matsubara, A., Laake, J. H., Davanger, S., Usami, S., Ottersen, O. P. Organization of AMPA receptor subunits at a glutamate synapse: A quantitative immunogold analysis of hair cell synapses in the rat organ of Corti. J. Neurosci. 16, 4457-4467 (1996).
  30. Petralia, R. S., et al. Organization of NMDA receptors at extrasynaptic locations. Neurosciences. 167, 68-87 (2010).
  31. Merighi, A., Polak, J. M., Priestley, J. V. Post-embedding electron microscopic immunocytochemistry. Electron Microscopic Immunocytochemistry: Principles and Practice. , 51-87 (1992).
  32. Ottersen, O. P., Takumi, Y., Matsubara, A., Landsend, A. S., Laake, J. H., Usami, S. Molecular organization of a type of peripheral glutamate synapse: the afferent synapses of hair cells in the inner ear. Prog. Neurobiol. 54, 127-148 (1998).
  33. Nusser, Z., Lujan, R., Laube, G., Roberts, J. D., Molnar, E., Somogyi, P. Cell type and pathway dependence of synaptic AMPA receptor number and variability in the hippocampus. Neuron. 21, 545-559 (1998).
  34. Takumi, Y., Ramirez-Leon, V., Laake, P., Rinvik, E., Ottersen, O. P. Different modes of expression of AMPA and NMDA receptors in hippocampal synapses. Nat. Neurosci. 2, 618-624 (1999).
  35. Grimes, W. N., et al. Complex inhibitory microcircuitry regulates retinal signaling near visual threshold. J. Neurophysiol. 114, 341-353 (2015).
  36. Sassoe-Pognetto, M., Ottersen, O. P. Organization of ionotropic glutamate receptors at dendrodendritic synapses in the rat olfactory bulb. J. Neurosci. 20, 2192-2201 (2000).

Play Video

Citer Cet Article
Zhang, J., Petralia, R. S., Wang, Y., Diamond, J. S. High-Resolution Quantitative Immunogold Analysis of Membrane Receptors at Retinal Ribbon Synapses. J. Vis. Exp. (108), e53547, doi:10.3791/53547 (2016).

View Video