Existing methods for the modification of plants have limited applicability. The novel peptide-derived technology proposed here promises both simplicity and efficiency in the introduction of exogenous protein or genes into the desired intracellular compartments of intact plants.
The capacity to introduce exogenous proteins and express (or down-regulate) specific genes in plants provides a powerful tool for fundamental research as well as new applications in the field of plant biotechnology. Viable methods that currently exist for protein or gene transfer into plant cells, namely Agrobacterium and microprojectile bombardment, have disadvantages of low transformation frequency, limited host range, or a high cost of equipment and microcarriers. The following protocol outlines a simple and versatile method, which employs rationally-designed peptides as delivery agents for a variety of nucleic acid- and protein-based cargoes into plants. Peptides are selected as tools for development of the system due to their biodegradability, reduced size, diverse and tunable properties as well as the ability to gain intracellular/organellar access. The preparation, characterization and application of optimized formulations for each type of the wide range of delivered cargoes (plasmid DNA, double-stranded DNA or RNA, and protein) are described. Critical steps within the protocol, possible modifications and existing limitations of the method are also discussed.
Plant genetic engineering is conventionally used for transferring beneficial traits to plants. In recent years, this technology has been applied to convert plants into bio-factories for the production of pharmaceutically important and commercially valuable proteins, many of which cannot be chemically synthesized and are very costly to produce using animal or microbial systems1. By the introduction of new genes, the plant’s own metabolism can be manipulated for the production of various biopharmaceuticals like antibodies, metabolic enzymes, hormones, antigens or vaccine2.
Established gene transfer technologies for plants are the Agrobacterium-mediated delivery3, bombardment with DNA-coated microprojectiles (biolistics)4, and electroporation5 or polyethylene glycol6 treatment of protoplasts. Techniques requiring protoplasts are generally avoided because they are time-consuming, cumbersome and yield inconsistent results7. As a result, virtually all plant modification work at present utilizes either Agrobacterium or microprojectiles for gene transfer. The Agrobacterium method is more extensively used but not applicable to many economically important plant species. Meanwhile, microprojectile bombardment is more versatile due to a broad range of susceptible plants but requires specialized equipment and often causes severe tissue damage. Furthermore, these methods involve either a random (biolistics) or complex (Agrobacterium) delivery mechanism and have variable transformation rates8. Hence, a novel plant transformation technology that is simple yet effective, and applicable to different plant types is required.
Currently, plants are subjected to genetic modification primarily by the delivery of exogenous DNA encoding a desired trait, rather than by direct delivery of a target protein. The higher stability of DNA over proteins is a prime advantage; nevertheless, potential problems associated with DNA delivery include the random insertion of exogenous DNA into the plant genome and unintended transmission of antibiotic resistance genes to pathogenic bacteria via horizontal gene transfer9. For genome-editing purposes, the ability to edit plant genomes without introducing foreign DNA into cells may circumvent regulatory concerns related to genetically modified plants. Thus, an alternative DNA-free strategy for the modification of plants by direct delivery of protein will be able to cater to these needs.
Here we introduce a peptide-based system, originally developed for human gene therapy10-14, for the targeted delivery of exogenous genes or proteins in intact plants. Peptides are able to protect DNA from nuclease degradation and can mediate gene transfer across cell as well as organellar membranes15-17. They also have diverse and tunable properties besides being non-cytotoxic18-20. More importantly, with the use of peptides, genes can be precisely targeted to intracellular organelles such as the mitochondria21 or plastids (chloroplasts)22 for expression-a task not achievable by biolistic or Agrobacterium-mediated transformation. Depending on the cargo type, this new plant modification technology can be exploited to deliver proteins23 and either express (plasmid21,24 or double-stranded DNA25) or down-regulate (double-stranded RNA26) specific genes within the plant, throughout its cytosolic space24-26 or within a specific organellar compartment21. The designed carrier peptides consist of a cationic domain in the form of either polylysine (K8) or polylysine-co-histidine (KH)9 for binding and/or condensation of negatively-charged cargoes, which is conjugated to cell penetrating (BP100 peptide) or mitochondria transit (Cytcox peptide) sequences.
Passaggi critici all'interno del protocollo che sono stati identificati empiricamente sono discussi. Con l'infiltrazione della siringa, le formulazioni a base di peptidi vengono introdotti gli spazi aerei all'interno del foglio della pianta attraverso gli stomi. Per garantire l'assimilazione massima della soluzione, il processo di infiltrazione deve essere effettuata quando le piante sono in condizioni favorevoli alla stomi ie., Dotate di acqua sufficiente e durante il periodo di luce. Per quanto riguarda la preparazione di complessi trasfezione, per formulazioni che coinvolgono una combinazione di due peptidi (consegna DNA mitocondriale targeting), la sequenza per aggiunta di ciascun componente è cruciale e non dovrebbe essere invertito.
Ci sono molte modifiche plausibili alla procedura. Un'altra opzione per l'infiltrazione di cellule vegetali è l'uso di infiltrazione sotto vuoto, che è in grado di introdurre la soluzione complesso in piante intere e / o tessuti parziali inclusimeristemi apicali. Per questa procedura alternativa, piantine vengono immersi nella soluzione di trasfezione, e in base alla pressione generata dal vuoto, i complessi peptide-carico vengono forzati attraverso gli stomi e nelle cellule vegetali (Yoshizumi, T., dati non pubblicati).
Espressione genica transitoria, sulla base di studi utilizzando cellule animali, ha dimostrato di aumentare con più elevate concentrazioni di DNA 29-31. È importante notare che il rapporto di peptide di DNA influisce sulle proprietà biofisiche (dimensioni, carica superficiale) di complessi (figura 4), che influenza l'efficienza di trasfezione; di conseguenza, il rapporto ottimale deve essere mantenuta anche con una maggiore concentrazione di DNA.
Uno dei principali vantaggi nell'uso di peptidi come agente di consegna gene / proteina è che la sua sequenza è suscettibile di sintonizzazione ad espletare una funzione desiderata. Ad esempio, il dominio mitocondriale targeting del peptide carrier descritto in questo Study possono essere sostituiti con sequenze cloroplastici o perossisomiali targeting per la localizzazione di questi organelli. Mentre trasformazione cloroplasto è possibile in diverse piante usando biolistics 32-34, né l'Agrobacterium né il metodo biolistic potrebbe introdurre geni nei mitocondri o altri organelli oltre il nucleo (Tabella 2).
Non ci sono limitazioni host-gamma rigidi per trasfezione peptide-based, a differenza del metodo basata su Agrobacterium (Tabella 2). Finora, formulazioni per la trasfezione di A. thaliana, N. benthamiana e pioppo sono stati ottimizzati (tabella 1), ma il metodo può essere applicato anche per la Nicotiana tabacum, pomodoro cultivar Micro-Tom, il riso (sulla base di esperimenti preliminari), e altre piante mono e dicotiledoni.
Finora, non vi è alcun limite noto dimensioni transgene quando peptidi sono utilizzati unvettori s trasfezione. Al contrario, grandi molecole di DNA sono stati trovati per ridurre l'efficienza di trasformazione di Agrobacterium metodi mediata 35,36, ed un limite superiore per dimensione per transgeni di circa 200 kb è stato segnalato 37-39. Utilizzando biolistics, invece, grandi frammenti di DNA possono essere tranciate durante la preparazione o la consegna in piante 38. Sebbene nessun limite superiore è stato determinato per la trasformazione biolistica finora, vincoli fisici sono stati trovati per limitare le dimensioni di DNA che possono essere trasferiti a molto meno di 150 kb 40. I principali vantaggi di utilizzare il sistema di peptide-based per il trasferimento di geni rispetto agli approcci esistenti che impiegano sia Agrobacterium o bombardamento microproiettili, di cui sopra, sono riassunti nella tabella 2.
Esistono alcune limitazioni per questo metodo così com'è. In primo luogo, mirato consegna di pDNA di organelli specifici, come l'mitochondria, è stato dimostrato possibile da una semplice combinazione di sequenze cellule penetrante e organello transito DNA-binding sebbene l'efficienza era basso. espressione del transgene potrebbe essere rilevato, mediante microscopia confocale, solo in una piccola popolazione di mitocondri all'interno delle cellule. Quindi, sono necessarie ulteriori modifiche: (i) migliorare la traslocazione di più complessi attraverso la membrana cellulare / organelli, e (ii) migliorare la dissociazione e trasferimento di pDNA dal peptide carrier nel organello di destinazione per l'espressione. In secondo luogo, con questo sistema di consegna DNA, l'espressione transiente dei geni reporter esogeni stata ottenuta con successo nel compartimento citosolico e mitocondriale di cellule. incorporazione stabile e l'espressione dei geni introdotti nel genoma centrale nucleare / organelli non sono stati ancora stabilito, tuttavia, per l'assenza di opportune strategie di selezione.
Pur riconoscendo che ci sono aree di miglioramento o ulteriori dviluppo, la strategia peptide derivato da qui descritto rimane una tecnica semplice e versatile che ha aperto la strada per la consegna dei vari carichi in diversi tipi di piante.
The authors have nothing to disclose.
Gli autori vorrebbero riconoscere il finanziamento dal Giappone Scienza e della Tecnologia Agenzia esplorativa di ricerca per la tecnologia avanzata (JST-ERATO), la New Energy and Industrial Technology Development Organization (NEDO), e la Croce-ministeriale strategico del programma per la promozione dell'innovazione (SIP), il Giappone .
(KH)9-BP100 peptide | Custom-synthesized by RIKEN Brain Science Institute | N/A | Sequence: KHKHKHKHKHKHKHKH- KHKKLFKKILKYL |
(BP100)2-K8 peptide | Custom-synthesized by RIKEN Brain Science Institute | N/A | Sequence: KKLFKKILKYLKKLFKKIL- KYLKKKKKKKK |
BP100 peptide | Custom-synthesized by RIKEN Brain Science Institute | N/A | Sequence: KKLFKKILKYL |
Cytcox-(KH)9 peptide | Custom-synthesized by RIKEN Brain Science Institute | N/A | Sequence: MLSLRQSIRFFKKHKHKH- KHKHKHKHKHKH |
P35S-GFP(S65T)-TNOS and P35S-RLuc-TNOS | N/A | N/A | Encodes green fluorescent protein and Renilla luciferase genes, respectively, under the control of CaMV 35S constitutive promoter (Ref: Lakshmanan et al. Biomacromolecules 2013, 14, 10) |
pDONR-cox2:gfp and pDONR-cox2:rluc | N/A | N/A | Encodes green fluorescent protein and Renilla luciferase genes, respectively, under the control of cox2 mitochondrial-specific promoter (Ref: Chuah et al. Sci Rep 2015, 5, 7751) |
dsDNA (PCR-amplified from pBI221-P35S-Rluc-TNOS) | N/A | N/A | Encodes green fluorescent protein and Renilla luciferase genes, respectively, under the control of CaMV 35S constitutive promoter (Ref: Lakshmanan et al. Plant Biotechnol 2015, 32, 39) |
GFP5 siRNA | N/A | N/A | For RNA interference-mediated silencing of green fluorescent protein (Ref: Numata et al. Plant Biotechnol J 2014, 12, 1027) |
CHS siRNA | N/A | N/A | For RNA interference-mediated silencing of chalcone synthase (Ref: Numata et al. Plant Biotechnol J 2014, 12, 1027) |
1 mL and 10 mL Plastic Syringes | TERUMO Corporation | SS-01T, SS-10ESZ | |
1.5 mL Microcentrifuge Tube | AS ONE Corporation | 151212 | |
96-Well Flat-Bottom Plate | Asahi Glass Co., Ltd. | 3860-096 | |
Adhesive Tape | Sekisui Chemical Co., Ltd. | No. 835 | |
Alcohol Dehydrogenase | Sigma-Aldrich Co., LLC. | A-7011 | |
Atomic Force Microscope | Seiko Instruments Inc. | SPI3800, SPA 300HV | |
Atomic Force Microscope | Hitachi High-Tech Science Corporation | AFM5300E | |
BCA Protein Assay Kit | Thermo Fisher Scientific Inc. | 23227 | |
Cantilever | Hitachi High-Tech Science Corporation | K-A102001593 | |
Confocal Laser Scanning Microscope | Carl Zeiss | LSM700 | |
Cork Borer | Sigma-Aldrich Co., LLC. | Z165220 | For excision of leaves into 1-cm diameter disks |
Coverslip | Matsunami Glass Ind., Ltd. | C02261 | |
Cuvette | Sarstedt | 759116 | |
Folded Capillary Cell | Malvern Instruments, Ltd. | DTS1070 | |
Forceps | Shimizu Akira Inc. | Stainless pincet 150 | |
Homogenization Pestle | Ieda Trading Corp. | 9993 | |
Mica | Nisshin EM Co., Ltd. | LC23Z | |
Microcentrifuge | Beckman Coulter | BKA46472 | |
Microplate Reader | Molecular Devices Corporation | Spectra MAX M3 | |
Microscope Slide | Matsunami Glass Ind., Ltd. | S011120 | |
Pipette | Eppendorf Research® plus | 3120000909 | |
Pipette Tips | AS ONE Corporation | 2-5138-01, 2-5138-02, 2-5138-03 | |
Plastic Petri Dish | AS ONE Corporation | 1-7484-01 | |
Renilla Luciferase Assay Kit | Promega corporation | E2810 | |
Rhodamine B Isothiocyanate | Sigma-Aldrich Co., LLC. | 283924 | |
RNase-Free Water | Qiagen | 129112 | |
Sodium Carbonate | Wako Pure Chemical Industries, Ltd. | 199-01585 | |
Surgical Blade and Handle | FEATHER Safety Razor Co., Ltd. | Stainless steel No. 14 (blade), No. 3L (handle) | |
Syringe Tip Cap | Musashi Engineering Inc. | NC-3E | |
Weighing Balance | Sartorius | CPA225D | |
Zeta Potentiometer | Malvern Instruments, Ltd. | Zetasizer Nano-ZS |