Summary

Drosophila Préparation et imagerie longitudinale de la fonction cardiaque in vivo en utilisant cohérence optique Microscopie (OCM)

Published: December 12, 2016
doi:

Summary

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Abstract

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Introduction

Étude longitudinale du cœur chez les petits animaux contribue à la compréhension d' une variété de maladies cardiovasculaires liées humaines, comme gènes liés à des malformations cardiaques congénitales 1,2. Au cours des dernières décennies, divers modèles animaux, tels que le 3,4 de la souris, Xenopus 5,6, 7,8 zebrafish, aviaire 9, et Drosophila 10-16, ont été utilisées pour mener le cœur du développement humain recherche liée. Le modèle de souris a été largement utilisé pour étudier le développement cardiaque normal et anormal et phénotypes de défauts cardiaques en raison de ses similitudes avec le 3,4 cœur humain. L'embryon de Xenopus est particulièrement utile dans l'étude du développement cardiaque due à sa facilité de manipulation et partielle 5,6 transparence. La transparence de l'embryon et larve début du modèle zebrafish permet l' observation optique facile cardiaque 7,8 de développement. Le modèle aviaire est un sujet commun d'études cardiaques développement because le cœur peut être facilement accessible après avoir retiré les coquilles et la similitude morphologique des coeurs aviaires aux humains 9. Le modèle drosophile a des caractéristiques uniques qui le rendent idéal pour la réalisation d' études longitudinales du cœur. Tout d' abord, le tube du coeur de la drosophile est d' environ 200 um en dessous de la surface dorsale, qui fournit un accès facilité pour l' observation optique et du coeur. En outre, de nombreux mécanismes moléculaires et les voies génétiques sont conservées entre la drosophile et les vertébrés. Les orthologues de plus de 75% des gènes de maladies humaines ont été trouvées chez la drosophile, qui ont fait largement utilisé dans les études transgéniques 11,13. En outre, il a un cycle de vie court et faibles coûts de maintenance, et a été couramment utilisé comme un modèle exemplaire pour la recherche sur la biologie du développement 14-16.

Les rapports précédents ont décrit les protocoles de surveillance de la fonction cardiaque chez la drosophile comme le luiartbeat. Toutefois, les procédures de dissection ont été nécessaires 17,18. L'imagerie optique fournit un moyen efficace pour visualiser le développement cardiaque chez les animaux en raison de sa nature non-invasive. Différentes modalités d'imagerie optique ont été appliquées dans l' exécution de l' étude cardiaque des animaux, tels que la microscopie à deux photons 19, microscopie confocale 20,21, microscopie nappe de lumière 22, et tomographie par cohérence optique (OCT) 16,23-26. Comparativement, EAO est capable de fournir une grande profondeur d'imagerie dans les petits coeurs des animaux sans l'aide d'agents de contraste, tout en conservant une haute résolution et une vitesse d'imagerie ultravide, qui sont importants pour l'imagerie des animaux vivants. En outre, le faible coût de développement d'un système octobre a popularisé cette technique pour l'imagerie optique de spécimens. Octobre a été utilisé avec succès pour l'étude longitudinale de la drosophile. Utilisation de EAO, l'imagerie morphologique et fonctionnelle cardiaque a été réalisée pour étudier les structures cardiaques, le foncrôles additionnelles de gènes, et les mécanismes de défauts cardiovasculaires dans les modèles mutants au cours du développement cardiaque. Par exemple, le déclin de la fonction cardiaque dépendant de l' âge a été confirmée par conversion de l' angiotensine liés enzyme (ACER) gène régulé à la baisse chez la drosophile avec le 27 octobre. Phénotypage du gène lié cardiomyopathie a été démontrée chez la drosophile en utilisant 28-33 octobre. Les recherches utilisant octobre a également révélé le rôle fonctionnel du gène SOX5 humain au cœur de Drosophila 34. Par rapport à octobre, OCM utilise un objectif avec une ouverture numérique supérieure pour fournir une meilleure résolution transversale. Dans le passé, le dysfonctionnement cardiaque causé par silençage un gène circadien humain orthologue dCry / dclock a été étudiée en utilisant un système de OCM personnalisé 15,16, ainsi que l'effet de la haute teneur en graisses-alimentation sur cardiomyopathies chez la drosophile pour comprendre l' obésité induite par l' homme maladies cardiaques. 15

Ici, ee protocole expérimental est résumée pour l' étude longitudinale des changements morphologiques et fonctionnels cardiaques chez la drosophile au deuxième stade (L2), troisième stade (L3), le jour de pupe 1 (PD1), le jour de pupe 2 (PD2), le jour de pupe 3 (PD3) , pupe jour 4 (PD4), le jour de pupe 5 (PD5) et adultes (Figure 1) à l' aide OCM pour faciliter l' étude des maladies cardiaques congénitales liées à l' homme. paramètres fonctionnels cardiaques, tels que les RH et la PAC ont été analysés de façon quantitative à différents stades de développement des caractéristiques cardiaques développement révéler.

Protocol

1. Préparation du système d'imagerie optique OCM de la drosophile 16 Sélectionnez un spectromètre et d' une caméra de balayage ligne à grande vitesse qui fournit un débit d'au moins 80 images / sec cadre de sorte que le système d'OCM sera en mesure de résoudre le battement de coeur de la drosophile. Utiliser une source de lumière à large bande afin d' assurer la résolution axiale de 2 um pour identifier la structure du coeur de la dros…

Representative Results

L'imagerie cardiaque longitudinale a été réalisée en utilisant les mouches des fruits avec le 24B-GAL4 / + déformation à température ambiante avec OCM. Les mesures ont été effectuées à L2, L3, et à des intervalles de 8 h de PD1 à PD4 et jour pour adultes 1 (AD1) pour suivre le processus de métamorphose (tableau 1). Larve, pupe tôt, fin pupe et les mouches adultes ont été montés sur les lames de verre comme on le voit sur la figure 1A. Les caractéristiques des segm…

Discussion

L'accélération du rythme cardiaque de la drosophile, avec un HR maximum autour de 400 bpm à des stades larvaires et adultes, exige de la vitesse élevée d'imagerie pour résoudre les diastole cardiaques et systole (pas moins de 80 images / s basé sur les expériences). En raison de la faible épaisseur de la taille de la chambre cardiaque et micron échelle paroi cardiaque (5-10 um), une résolution spatiale élevée (supérieure à 2 pm) est nécessaire pour résoudre les structures tubulaires de …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by the Lehigh University Start-Up Fund, the NIH (R00EB010071 to C.Z., R15EB019704 to C.Z. and A.L., R03AR063271 to A.L., and R01AG014713 and R01MH060009 to R.E.T.), the NSF (1455613 to C.Z. and A.L.), the Cure Alzheimer’s Fund (to R.E.T.), and the Massachusetts General Hospital (Executive Committee on Research Award to A.L.). M.C. and Y.M. was supported by the National Key Basic Research Program of China (973 Program) under Grant No. 2014CB340404.

Materials

Custom OCM imaging system Developed in our lab
my Temp Mini Digital Incubator Benchmark H2200-HC
Cover glass AmScope 200PCS
Cotton Ball RITE AID
Instant Drosophila Formula CAROLINA formula 4-24
Yeast ActiveDry
Microscope SONY WILD M420
Brush Loew-Cornell 245B being used to move specimens
Labview software National Instruments
Image J National Institutes of Health
Matlab Mathworks
Tweezer Wiha AA SA to fix the fruit fly wings
FlyNap Carolina Biological Supply Company 4,224,898
Scotch Permanent Double Sided Tape, 3M Scotch
Pipette Fisherbrand MU18837
Organic Extra Coconut Oil Spring Valley 13183
Microscope Slide CapitolBrand M3504-E
Drosophila Vials SEOH 8401SS
All-trans-retinal Sigma-Aldrich Co. R2500

References

  1. Liberatore, C. M., Searcy-Schrick, R. D., Yutzey, K. E. Ventricular expression of tbx5 inhibits normal heart chamber development. Dev. Biol. 223 (1), 169-180 (2000).
  2. Christoffels, V. M., et al. Chamber formation and morphogenesis in the developing mammalian heart. Dev. Biol. 223 (2), 266-278 (2000).
  3. Wessels, A., Sedmera, D. Developmental anatomy of the heart: a tale of mice and man. Physiol. Genomics. 15 (3), 165-176 (2003).
  4. Savolainen, S. M., Foley, J. F., Elmore, S. A. Histology atlas of the developing mouse heart with emphasis on E11.5 to E18.5. Toxicol. Pathol. 37 (4), 395-414 (2009).
  5. Yang, V. X. D., et al. High speed, wide velocity dynamic range Doppler optical coherence tomography (Part II): Imaging in vivo cardiac dynamics of Xenopus laevis. Opt. Express. 11 (14), 1650-1658 (2003).
  6. Yelin, R., et al. Multimodality optical imaging of embryonic heart microstructure. J. Biomed. Opt. 12 (6), 064021 (2007).
  7. Bakkers, J. Zebrafish as a model to study cardiac development and human cardiac disease. Cardiovasc. Res. 91 (2), 279-288 (2011).
  8. Staudt, D., Stainier, D. Uncovering the molecular and cellular mechanisms of heart development using the zebrafish. Annu. Rev. Genet. 46, 397-418 (2012).
  9. Drake, V. J., Koprowski, S. L., Lough, J. W., Smith, S. M. Gastrulating chick embryo as a model for evaluating teratogenicity: a comparison of three approaches. Birth Defects Res. A. 76 (1), 66-71 (2006).
  10. Birse, R. T., et al. High-fat-diet-induced obesity and heart dysfunction are regulated by the TOR pathway in Drosophila. Cell Metab. 12 (5), 533-544 (2010).
  11. Bodmer, R. Heart development in Drosophila and its relationship to vertebrates. Trends in Cardiovas. Med. 5 (1), 21-28 (1995).
  12. Harvey, R. P. Nk-2homeobox genes and heart development. Dev. Biol. 178 (2), 203-216 (1996).
  13. Bodmer, R., Venkatesh, T. V. Heart development in Drosophila and vertebrates: conservation of molecular mechanisms. Dev Genet. 22 (3), 181-186 (1998).
  14. Cripps, R. M., Olson, E. N. Control of cardiac development by an evolutionarily conserved transcriptional network. Dev. Biol. 246 (1), 14-28 (2002).
  15. Men, J., et al. Optical coherence tomography for brain imaging and developmental biology. J. Sel. Top. Quantum Electron. 22 (4), 6803213 (2016).
  16. Alex, A., et al. A circadian clock gene, Cry, affects heart morphogenesis and function in Drosophila as revealed by optical coherence microscopy. PloS one. 10 (9), e0137236 (2015).
  17. Vogler, G., Ocorr, K. Visualizing the beating heart in Drosophila. J Vis Exp. (31), e1425 (2009).
  18. Cooper, A. S., Rymond, K. E., Ward, M. A., Bocook, E. L., Cooper, R. L. Monitoring heart function in larval Drosophila melanogaster for physiological studies. J Vis Exp. (33), e1425 (2009).
  19. Yalcin, H. C., et al. Two-photon microscopy-guided femtosecond-laser photoablation of avian cardiogenesis: noninvasive creation of localized heart defects. Am. J. Physiol. Heart C. 299 (5), H1728-H1735 (2010).
  20. Dolber, P. C., Spach, M. S. Conventional and confocal fluorescence microscopy of collagen fibers in the heart. J. Histochem. Cytochem. 41 (3), 465-469 (1993).
  21. Mao, H., Gribble, M., Pertsov, A. M., Wang, L., Shi, P. Understanding embryonic heart morphogenesis through automatic segmentation and confocal imaging with optical clearing. ISBI. , 1303-1306 (2014).
  22. Bouchard, M. B., et al. Swept confocally-aligned planar excitation (SCAPE) microscopy for high-speed volumetric imaging of behaving organisms. Nat. Photonics. 9 (2), 113-119 (2015).
  23. Boppart, S. A., et al. Noninvasive assessment of the developing Xenopus cardiovascular system using optical coherence tomography. Proc. Natl. Acad. Sci. 94 (9), 4256-4261 (1997).
  24. Kagemann, L., et al. Repeated, noninvasive, high resolution spectral domain optical coherence tomography imaging of zebrafish embryos. Molecular Vision. 14, 2157-2170 (2008).
  25. Jenkins, M. W., et al. Ultrahigh-speed optical coherence tomography imaging and visualization of the embryonic avian heart using a buffered Fourier Domain Mode Locked laser. Opt. Express. 15 (10), 6251-6267 (2007).
  26. Larin, K. V., Larina, I. V., Liebling, M., Dickinson, M. E. Live imaging of early developmental processes in mammalian embryos with optical coherence tomography. J. Innov. Opt. Health Sci. 2 (03), 253-259 (2009).
  27. Liao, F. -. T., Chang, C. -. Y., Su, M. -. T., Kuo, W. -. C. Necessity of angiotensin-converting enzyme-related gene for cardiac functions and longevity of Drosophila melanogaster assessed by optical coherence tomography. J. Biomed. Opt. 19 (1), 011014 (2014).
  28. Wolf, M. J., et al. Drosophila as a model for the identification of genes causing adult human heart disease. Proc. Natl. Acad. Sci. 103 (5), 1394-1399 (2006).
  29. Choma, M. A., Izatt, S. D., Wessells, R. J., Bodmer, R., Izatt, J. A. In vivo imaging of the adult Drosophila melanogaster heart with real-time optical coherence tomography. Circulation. 114 (2), e35-e36 (2006).
  30. Li, A., et al. Changes in the expression of the Alzheimer’s disease-associated presenilin gene in drosophila heart leads to cardiac dysfunction. Curr. Alzheimer Res. 8 (3), 313 (2011).
  31. Choma, M. A., Suter, M. J., Vakoc, B. J., Bouma, B., Tearney, G. J. Heart wall velocimetry and exogenous contrast-based cardiac flow imaging in Drosophila melanogaster using Doppler optical coherence tomography. J. Biomed. Opt. 15 (5), 056020 (2010).
  32. Choma, M. A., Suter, M. J., Vakoc, B. J., Bouma, B. E., Tearney, G. J. Physiological homology between Drosophila melanogaster and vertebrate cardiovascular systems. Dis. Model. Mech. 4 (3), 411-420 (2011).
  33. Tsai, M. T., et al. Noninvasive imaging of heart chamber in Drosophila with dual-beam optical coherence tomography. J. Biophotonics. 6 (9), 708-717 (2013).
  34. Li, A., et al. Silencing of the Drosophila ortholog of SOX5 in heart leads to cardiac dysfunction as detected by optical coherence tomography. Hum. Mol. Genet. 22 (18), 3798-3806 (2013).
  35. Alex, A., Li, A., Tanzi, R. E., Zhou, C. Optogenetic pacing in Drosophila melanogaster. Sci. Adv. 1 (9), e1500639 (2015).
  36. Mirault, M. E., Goldschmidt-Clermont, M., Moran, L., Arrigo, A. P., Tissieres, A. The effect of heat shock on gene expression in Drosophila melanogaster. IEEE T. Med. Imaging. 42, 819-827 (1978).
  37. Boothroyd, C. E., Wijnen, H., Naef, F., Saez, L., Young, M. W. Integration of Light and Temperature in the Regulation of Circadian Gene Expression in Drosophila. PLoS Genet. 3 (4), (2007).
  38. McGuire, S. E., Roman, G., Davis, R. L. Gene expression systems in Drosophila: a synthesis of time and space. Trends Genet. 20 (8), 384-391 (2004).
  39. Ashburner, M., Bonner, J. J. The induction of gene activity in drosophila by heat shock. Cell. 17 (2), 241-254 (1979).
  40. Ashburner, M., Thompson, J. N. . Laboratory culture of Drosophila. 2a, 1-109 (1978).
  41. Ashburner, M. . Drosophila: a laboratory handbook. , (1978).
  42. Molina, M. R., Ostia Cripps, R. M. the inflow tracts of the Drosophila heart, develop from a genetically distinct subset of cardial cells. Mech. Dev. 109 (1), 51-59 (2001).
  43. Monier, B., Astier, M., Sémériva, M., Perrin, L. Steroid-dependent modification of Hox function drives myocyte reprogramming in the Drosophila heart. Development. 132 (23), 5283-5293 (2005).
  44. Liu, L., et al. Imaging the subcellular structure of human coronary atherosclerosis using micro-optical coherence tomography. Nat. Med. 17 (8), 1010-1014 (2011).
  45. Ahsen, O. O., et al. Swept source optical coherence microscopy using a 1310 nm VCSEL light source. Opt. Express. 21 (15), 18021-18033 (2013).
check_url/fr/55002?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Men, J., Jerwick, J., Wu, P., Chen, M., Alex, A., Ma, Y., Tanzi, R. E., Li, A., Zhou, C. Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM). J. Vis. Exp. (118), e55002, doi:10.3791/55002 (2016).

View Video