Summary

多光子顕微鏡によるライブセルイメージングのための大人のトランスジェニックゼブラフィッシュ網膜外植片の文化

Published: February 24, 2017
doi:

Summary

ゼブラフィッシュ網膜再生は、主に固定した網膜を用いて研究されています。しかしながら、このようなinterkinetic核移行などの動的プロセスは、再生反応時に発生し、根底にあるメカニズムを調べるために生細胞イメージングを必要とします。ここでは、多光子顕微鏡を用いてリアルタイムにInterkinetic原子力移行(INM)を監視するために文化や撮影条件を説明します。

Abstract

内因性の再生プログラムは、神経損傷と死を、次の網膜大人のゼブラフィッシュ(ゼブラフィッシュ )にミュラーグリアによって開始されます。ミュラーグリア細胞周期を再入力して、細胞分裂のその後のラウンドを受け、失われた神経細胞型に分化神経前駆細胞を産生します。両方のミュラーグリアと神経前駆細胞核は、それらのDNAを複製し、Interkineticとして記載された方法で、網膜、 すなわち、それらは、それぞれ、基礎内顆粒層(INL)及び(ONL)外顆粒層との間の移行の別個の位置で有糸分裂を受けます核移行(INM)。 INMは、主に発展途上の網膜に研究されてきました。詳細にゼブラフィッシュ網膜の再生成人にINMのダイナミクスを調べるために、蛍光標識されたミュラーグリア/神経前駆細胞の生細胞イメージングが必要です。ここでは、単離するための条件や文化の背側網膜を提供しますTgはから[GFAP:nGFP] 35時間一定の強い光にさらされたmi2004のゼブラフィッシュ。我々はまた、これらの網膜培養物を連続的にGFAPの遊走挙動を監視するために多光子顕微鏡を用いて、最大8時間の網膜外植片の厚さ全体にわたってzスタック画像を取得し、生細胞イメージング実験を行うために実行可能であることを示している。nGFP陽性細胞。また、我々は、頂端および基底INMの速度を決定するために、ポスト画像解析を実行するための詳細を説明します。要約すると、我々は、神経再生の成人モデルにINMのダイナミクスを研究するための条件を確立しました。これは、この重要な細胞プロセスの我々の理解を進め、私たちはINMを制御するメカニズムを決定することができます。

Introduction

ヒトとは異なり、ゼブラフィッシュ( ゼブラフィッシュ)は、網膜神経細胞1、2、3、4の細胞死の際に強固な再生応答を示します。腫瘍壊死因子α、網膜神経細胞が死ぬから放出されるシグナル伝達分子が網膜の基底内顆粒層(INL)に存在するミュラーグリア細胞を誘導し、5を増殖し、神経細胞に分化する前に増殖し続ける神経前駆細胞を産生します2死亡したタイプ、3、4。再生応答の増殖期の間に、ミュラーグリアの核とその派生神経前駆細胞は、細胞周期(Interkinetic原子力移行、INM)6と同位相の繰り返しの移動パターンを受けます</sup >、7。基礎INL内に配置核が生じる核がINLに基底に戻る前に、彼らは分裂外顆粒層(ONL)に移行する前にそれらのDNAを複製します。生細胞イメージング手法後ザウアー8、9、10、11、12により解釈を確認しながら、このプロセスは、最初に、組織学的方法を用いて、神経上皮開発中に記載されました。両方の組織化学的および生細胞イメージングアプローチはINMと網膜9、11、12、13含むneuroepithelia開発におけるその機能の根底にあるメカニズムを決定するために使用されています。しかし、網膜を再生する大人にINMを支配するメカニズムはあまり詳細に研究されていません外部参照"> 6、7。ライブセルイメージングは、網膜を再生する大人にINMを制御するシグナル伝達経路の知識を進めるために貴重なアプローチとなります。

最近まで、網膜のINMの生細胞イメージングライブゼブラフィッシュ胚のいずれかに、またはニワトリ胚または出生後のマウスの網膜外植片9、10、11、12、14、15、16に限定されていました。マウス、ラット、およびゼブラフィッシュを含む様々な種の成体動物からの網膜外植片は、異なる細胞生物学的手法17、18、19、20、網膜外植片を、HAを用いて、生細胞イメージング実験のために利用されてきたがVEのは時間の期間を短時間に制限され、数時間21、22にわたって連続的に実行されていません。ここでは、多光子顕微鏡6を用いて、生細胞イメージング実験の監視INMを実行するために培養光損傷を受けた大人のゼブラフィッシュ網膜に詳細なプロトコルを記述します。 INMのダイナミクスとして、 例えば、速度はむしろ、潜在的に免疫細胞化学を用いて検出されない有糸分裂の場所、より影響を受ける可能性がある、INMを制御するメカニズムを調査する際ライブセルイメージングアプローチは免疫組織化学的方法よりも有利です。

将来的には、この方法はまた、ミュラーグリアまたはミクログリアの行動によって、このような瀕死の光受容体の食作用などの網膜再生中に他の動的プロセスを研究するように変更される可能性があります。

Protocol

注:ゼブラフィッシュが発生し、フライマンライフサイエンスセンターのノートルダムゼブラフィッシュ施設で維持しました。この原稿に記載されている方法は、ノートルダム動物実験委員会の大学によって承認され、ビジョンと眼科での研究のための協会ビジョン研究における動物の使用に関する声明に準拠しているされています。 1.ソリューション組織培養?…

Representative Results

図1に概略的に概説した手順に従って、網膜の単離は、光損傷を受けた大人のTgから平らに背側網膜の培養を可能にする[GFAP:nGFP] 5%のCOで少なくとも24時間にわたってmi2004ゼブラフィッシュ2 /空気環境。これらのフラットマウントされた網膜外植片を深部組織レベルでの画像の焦点面に使用することができます。例は?…

Discussion

損傷した成体ゼブラフィッシュ網膜主に使用される免疫細胞化学的方法5、25、26、27、28、29、30の再生を支配するメカニズムを調べる研究。文化網膜外植片に条件を確立し、そのようなINM等の現象、上のライブセルイメ…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我々は、ウィリアム・アーチャーとノートルダム統合イメージング施設によって提供されるサポートに感謝しています。特別な感謝は彼らの継続的な支援とそのケアやゼブラフィッシュの飼育のためにフライマンライフサイエンス技術者を対象としています。この研究は、DRHにNIHの国立眼研究所(R01-EY018417、R01-EY024519)とゼブラフィッシュ研究センター、ノートルダム大学、ノートルダム、INからの助成金によってサポートされていました。

Materials

Dumont forceps size #5 World precision instruments 14098
Dumont forceps size #5, 45° angle World precision instruments 14101
McPherson-Vannas scissors World precision instruments 501233
Fluordishes World precision instruments FD35-100
Stereomicroscope Nikon  SMZ-1B similar type of dissection stereomicroscope will work
Biological Safety Cabinet class type A2 Labconco equivalent type will work
tissue culture incubator Thermoscientific HEPA-class 100 equivalent type will work
Sylvania fluorescent lamps OSFP5835HOECO Bulbtronics 31850
0.2 µm pore-size Acrodisc syringe filter VWR 4192
10 ml Luer-lok syringe VWR BD309604
60 ml Luer-lok syringe VWR BD309653
NaHCO3 FischerScientific S233-500
CaCl2 ThermoScientific C79-500
MgCl2 EMD Millipore 5980
HBSS w/o Ca2+/Mg2+, w/o phenol red, Gibco ThermoScientific 14175-095
MEM w/o phenol red, Gibco ThermoScientific 5100-038
Horse serum, heat-inactivated ThermoScientific 26050-070
penicillin/streptomycin VWR 16777-164
Ultrapure low melting point agarose ThermoScientific 16520-100
ethanol, absolute ThermoScientific BP2818-4
2-phenoxyethanol Sigma 77699
Corning Cell-Tak cell and tissue adhesive  VWR 354240
refractive index liquid  Cargille Lab 1803Y
Nikon A1 multiphoton microscope equipped with a MaiTai infrared laser Nikon equivalent system will work
40x Apo long-distance water immersion objective (N.A. 1.15)
environmental chamber equipped with insert for 35 mm petridishes Okolab equivalent system will work
NIS analysis software Nikon

References

  1. Fausett, B. V., Goldman, D. A role for alpha1 tubulin-expressing Muller glia in regeneration of the injured zebrafish retina. J.Neurosci. 26 (23), 6303-6313 (2006).
  2. Kassen, S. C., et al. Time course analysis of gene expression during light-induced photoreceptor cell death and regeneration in albino zebrafish. Dev.Neurobiol. 67 (8), 1009-1031 (2007).
  3. Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina. J.Neurobiol. 44 (3), 289-307 (2000).
  4. Bernardos, R. L., Barthel, L. K., Meyers, J. R., Raymond, P. A. Late-stage neuronal progenitors in the retina are radial Muller glia that function as retinal stem cells. J.Neurosci. 27 (26), 7028-7040 (2007).
  5. Nelson, C. M., Ackerman, K. M., O’Hayer, P., Bailey, T. J., Gorsuch, R. A., Hyde, D. R. Tumor necrosis factor-alpha is produced by dying retinal neurons and is required for Muller glia proliferation during zebrafish retinal regeneration. J.Neurosci. 33 (15), 6524-6539 (2013).
  6. Lahne, M., Li, J., Marton, R. M., Hyde, D. R. Actin-Cytoskeleton- and Rock-Mediated INM Are Required for Photoreceptor Regeneration in the Adult Zebrafish Retina. J.Neurosci. 35 (47), 15612-15634 (2015).
  7. Nagashima, M., Barthel, L. K., Raymond, P. A. A self-renewing division of zebrafish Muller glial cells generates neuronal progenitors that require N-cadherin to regenerate retinal neurons. Development. 140 (22), 4510-4521 (2013).
  8. Sauer, M. E., Walker, B. E. Radioautographic study of interkinetic nuclear migration in the neural tube. Proc.Soc.Exp.Biol.Med. 101 (3), 557-560 (1959).
  9. Pearson, R. A., Luneborg, N. L., Becker, D. L., Mobbs, P. Gap junctions modulate interkinetic nuclear movement in retinal progenitor cells. J.Neurosci. 25 (46), 10803-10814 (2005).
  10. Baye, L. M., Link, B. A. Interkinetic nuclear migration and the selection of neurogenic cell divisions during vertebrate retinogenesis. J.Neurosci. 27 (38), 10143-10152 (2007).
  11. Del Bene, F., Wehman, A. M., Link, B. A., Baier, H. Regulation of neurogenesis by interkinetic nuclear migration through an apical-basal notch gradient. Cell. 134 (6), 1055-1065 (2008).
  12. Norden, C., Young, S., Link, B. A., Harris, W. A. Actomyosin is the main driver of interkinetic nuclear migration in the retina. Cell. 138 (6), 1195-1208 (2009).
  13. Becker, D. L., et al. Multiphoton imaging of chick retinal development in relation to gap junctional communication. J.Physiol. 585 (Pt 3), 711-719 (2007).
  14. Surzenko, N., Crowl, T., Bachleda, A., Langer, L., Pevny, L. SOX2 maintains the quiescent progenitor cell state of postnatal retinal Muller glia. Development. 140 (7), 1445-1456 (2013).
  15. Nickerson, P. E., et al. Live imaging and analysis of postnatal mouse retinal development. BMC Dev.Biol. 13, 24 (2013).
  16. Suzuki, S. C., Bleckert, A., Williams, P. R., Takechi, M., Kawamura, S., Wong, R. O. Cone photoreceptor types in zebrafish are generated by symmetric terminal divisions of dedicated precursors. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 110 (37), 15109-15114 (2013).
  17. Johnson, T. V., Martin, K. R. Development and characterization of an adult retinal explant organotypic tissue culture system as an in vitro intraocular stem cell transplantation model. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 49 (8), 3503-3512 (2008).
  18. Bull, N. D., Johnson, T. V., Welsapar, G., DeKorver, N. W., Tomarev, S. I., Martin, K. R. Use of an adult rat retinal explant model for screening of potential retinal ganglion cell neuroprotective therapies. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 52 (6), 3309-3320 (2011).
  19. Kustermann, S., Schmid, S., Biehlmaier, O., Kohler, K. Survival, excitability, and transfection of retinal neurons in an organotypic culture of mature zebrafish retina. Cell Tissue Res. 332 (2), 195-209 (2008).
  20. Williams, P. R., Morgan, J. L., Kerschensteiner, D., Wong, R. O. In vitro imaging of retinal whole mounts. Cold Spring Harb Protoc. 2013, (2013).
  21. Johnson, T. V., Oglesby, E. N., Steinhart, M. R., Cone-Kimball, E., Jefferys, J., Quigley, H. A. Time-Lapse Retinal Ganglion Cell Dendritic Field Degeneration Imaged in Organotypic Retinal Explant Culture. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 57 (1), 253-264 (2016).
  22. Roehlecke, C., Schumann, U., Ader, M., Knels, L., Funk, R. H. Influence of blue light on photoreceptors in a live retinal explant system. Mol.Vis. 17, 876-884 (2011).
  23. Coutu, D. L., Schroeder, T. Probing cellular processes by long-term live imaging–historic problems and current solutions. J.Cell.Sci. 126 (Pt 17), 3805-3815 (2013).
  24. Thomas, J. L., Thummel, R. A novel light damage paradigm for use in retinal regeneration studies in adult zebrafish. J.Vis.Exp. 80, e51017 (2013).
  25. Conner, C., Ackerman, K. M., Lahne, M., Hobgood, J. S., Hyde, D. R. Repressing notch signaling and expressing TNFalpha are sufficient to mimic retinal regeneration by inducing Muller glial proliferation to generate committed progenitor cells. J.Neurosci. 34 (43), 14403-14419 (2014).
  26. Nelson, C. M., Gorsuch, R. A., Bailey, T. J., Ackerman, K. M., Kassen, S. C., Hyde, D. R. Stat3 defines three populations of Muller glia and is required for initiating maximal muller glia proliferation in the regenerating zebrafish retina. J.Comp.Neurol. 520 (18), 4294-4311 (2012).
  27. Gorsuch, R. A., Hyde, D. R. Regulation of Muller glial dependent neuronal regeneration in the damaged adult zebrafish retina. Exp.Eye Res. 123, 131-140 (2014).
  28. Zhao, X. F., Wan, J., Powell, C., Ramachandran, R., Myers, M. G., Goldman, D. Leptin and IL-6 family cytokines synergize to stimulate Muller glia reprogramming and retina regeneration. Cell.Rep. 9 (1), 272-284 (2014).
  29. Wan, J., Ramachandran, R., Goldman, D. HB-EGF is necessary and sufficient for Muller glia dedifferentiation and retina regeneration. Dev.Cell. 22 (2), 334-347 (2012).
  30. Lenkowski, J. R., et al. Retinal regeneration in adult zebrafish requires regulation of TGFbeta signaling. Glia. 61 (10), 1687-1697 (2013).
  31. Weber, I. P., Ramos, A. P., Strzyz, P. J., Leung, L. C., Young, S., Norden, C. Mitotic position and morphology of committed precursor cells in the zebrafish retina adapt to architectural changes upon tissue maturation. Cell.Rep. 7 (2), 386-397 (2014).
  32. Magidson, V., Khodjakov, A. Circumventing photodamage in live-cell microscopy. Methods Cell Biol. 114, 545-560 (2013).
  33. Bailey, T. J., Fossum, S. L., Fimbel, S. M., Montgomery, J. E., Hyde, D. R. The inhibitor of phagocytosis, O-phospho-L-serine, suppresses Muller glia proliferation and cone cell regeneration in the light-damaged zebrafish retina. Exp.Eye Res. 91 (5), 601-612 (2010).
  34. Lee, J. E., Liang, K. J., Fariss, R. N., Wong, W. T. Ex vivo dynamic imaging of retinal microglia using time-lapse confocal microscopy. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 49 (9), 4169-4176 (2008).
  35. Zhao, L., et al. Microglial phagocytosis of living photoreceptors contributes to inherited retinal degeneration. EMBO Mol.Med. 7 (9), 1179-1197 (2015).
  36. Peri, F., Nusslein-Volhard, C. Live imaging of neuronal degradation by microglia reveals a role for v0-ATPase a1 in phagosomal fusion in vivo. Cell. 133 (5), 916-927 (2008).
  37. Morsch, M., et al. In vivo characterization of microglial engulfment of dying neurons in the zebrafish spinal cord. Front.Cell.Neurosci. 9, 321 (2015).
check_url/fr/55335?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Lahne, M., Gorsuch, R. A., Nelson, C. M., Hyde, D. R. Culture of Adult Transgenic Zebrafish Retinal Explants for Live-cell Imaging by Multiphoton Microscopy. J. Vis. Exp. (120), e55335, doi:10.3791/55335 (2017).

View Video