Mesure de l'activité répétée des muscles respiratoires et la ventilation dans les modèles murins de maladies neuromusculaires
Summary
Cet article présente un procédé pour des mesures répétées de la ventilation et de l'activité des muscles respiratoires dans un comportement librement modèle de souris de la sclérose latérale (ALS) amyotrophique tout au long de la progression de la maladie avec la pléthysmographie du corps entier et électromyographie via un dispositif de télémétrie implanté.
Abstract
Accessoires muscles respiratoires aident à maintenir une bonne ventilation lorsque la fonction de la membrane est altérée. Le protocole suivant décrit une méthode pour les mesures répétées pendant des semaines ou des mois d'activité des muscles respiratoires accessoires tout en mesurant la ventilation dans un non-anesthésié, se comportant librement souris. La technique comprend l'implantation chirurgicale d'un émetteur radio et l'insertion de conducteurs d'électrode dans les muscles trapèzes scalènes et à mesurer l'activité électromyographique des muscles inspiratoires. La ventilation est mesurée par pléthysmographie du corps entier, et le déplacement des animaux est évaluée par vidéo et est synchronisé avec l'activité électromyographique. Les mesures de l'activité musculaire et la ventilation dans un modèle de souris de la sclérose latérale amyotrophique sont présentés pour montrer comment cet outil peut être utilisé pour étudier comment les changements respiratoires de l'activité musculaire au fil du temps et d'évaluer l'impact de l'activité musculaire sur la ventilation. Les méthodes décrites peuvent easily être adapté pour mesurer l'activité d'autres muscles ou d'évaluer l'activité des muscles respiratoires accessoires dans les modèles de souris supplémentaires de maladie ou d'une blessure.
Introduction
Accessoires muscles respiratoires (ARMs) augmentent la ventilation pendant les périodes de forte demande (par exemple, exercice) et aident à maintenir une bonne ventilation lorsque la fonction de diaphragme est compromise suite à une blessure ou d'une maladie 1, 2. Bien que les modifications de la fonction de la membrane ont été bien décrites dans les patients de la sclérose latérale amyotrophique (SLA) et des modèles de souris 3, 4, 5, 6, on sait beaucoup moins sur l'activité ou la fonction de bras dans la SLA. Cependant, une étude a suggéré que les patients atteints de SLA qui recrutent ARMs ont un meilleur pronostic que ceux qui ont un dysfonctionnement de la membrane similaire qui ne le font pas 7. En outre, l' activité de bras est suffisante pour la respiration en cas de paralysie du diaphragme 8. Ces études indiquent que les stratégies pour augmenter la fonction ARM peut améliorer breathing chez les patients souffrant d'une maladie neuro-musculaire, une lésion de la moelle épinière, ou d'autres conditions dans lesquelles la fonction de la membrane est altérée. Cependant, les mécanismes qui régissent le recrutement ARM pour la respiration sont largement inconnus. Les méthodes pour mesurer la fonction respiratoire et des changements dans l'activité ARM au fil du temps dans les modèles animaux de maladie ou d'une blessure sont nécessaires pour étudier la façon dont ARMs sont recrutés, ainsi que pour évaluer les thérapies pour améliorer le recrutement ARM et de ventilation. De plus, l'augmentation de l' activité des bras coïncidant avec la perte progressive de la fonction de la membrane peut être un biomarqueur utile pour la progression de la maladie dans les maladies neuromusculaires comme la SLA 7, 9, 10.
Ce protocole décrit un procédé de non-invasive (après la chirurgie initiale) et mesurer de manière répétée l'activité des muscles respiratoires et la ventilation en éveil, les souris se comportent. enregistrements synchronisés de electromyography (EMG), pléthysmographie corps entier (WBP) et vidéo permettent à l'enquêteur d'évaluer comment les changements dans la ventilation de l'impact de l'activité ARM et de déterminer quand le sujet est au repos ou en mouvement. Un avantage majeur de cette méthode est qu'elle peut être effectuée dans des souris éveillé, se comportant, alors que d'autres méthodes pour mesurer l' EMG nécessite une anesthésie et / ou sont des procédures terminales 11, 12, 13. L'enregistrement de l' activité EMG chez les souris éveillé au fil du temps peut également être réalisée par l'implantation chronique d'EMG conduit, où la souris est attaché par des fils au système d'acquisition 14, 15. Du fait d'attacher une souris pourrait interférer avec le mouvement normal ou le comportement et peut ne pas être compatible avec une chambre standard pléthysmographie, le procédé décrit utilise des dispositifs de télémétrie pour transmettre sans fil le signal EMG au système d'acquisition. L'émetteur peutêtre activée ou désactivée avec un aimant pour économiser l'énergie de la batterie et permet de répéter les mesures de l'activité EMG pendant plusieurs mois. Ce protocole peut être facilement adapté pour mesurer l'activité des muscles respiratoires ou non respiratoires supplémentaires en insérant l'EMG conduit dans les différents muscles. Alternativement, l' un des deux fils peut être utilisé pour mesurer l' activité EEG pour évaluer l' état de sommeil ou d'identifier l' activité de saisie 16. Cette technique a été utilisée avec succès pour mesurer les changements dans l' activité ARM au repos tout au long de la progression de la maladie dans un modèle de souris de la SLA et d'identifier les neurones clés de conduite activité ARM chez des souris en bonne santé 10.
Protocol
Representative Results
Discussion
La procédure démontrée ici permet la mesure non invasive (après l'implantation chirurgicale initiale de l'émetteur) de l'activité des muscles respiratoires et la ventilation sur plusieurs mois dans le même animal. Cette technique présente plusieurs avantages par rapport aux techniques classiques EMG chez les souris anesthésiés: 1) les expériences nécessitent moins de souris et offrent la possibilité d'enregistrer des données sur le même site dans une souris unique à travers les étapes de…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Soutien à ce travail a été fourni par un centre médical de l'hôpital Cincinnati Children Award de fiduciaire de SAC et une subvention de formation NIH (T32NS007453) à VNJ
Materials
| B6.Cg-Tg (SOD1*G93A)1 Gur/J | Jackson Laboratory | 4435 | |
| Plethysmography Chamber | Buxco Respiratory Products/ Data Sciences International | 601-1425-001 | |
| Telemetry Receivers (Model RPC-1) | Data Sciences International | 272-6001-001 | |
| Bias Flow Pump (Model BFL0500) | Data Sciences International | 601-2201-001 | |
| ACQ-7000 USB | Data Sciences International | PNM-P3P-7002XS | |
| Dataquest A.R.T. Data Exchange Matrix | Data Sciences International | 271-0117-001 | |
| New Ponemah Analysis System | Data Sciences International | PNM-POST-CFG | |
| Ponemah Physiology Platform Acqusition software v5.20 | Data Sciences International | PNM-P3P-520 | |
| Ponemah Unrestrained Whole Breath Plethysmography analysis package v5.20 | Data Sciences International | PNM-URP100W | |
| Configured Ponemah Software System | Data Sciences International | PNM-P3P-CFG | |
| Analysis Module (URP) | Data Sciences International | PNM-URP100W | |
| Universal Amplifier | Data Sciences International | 13-7715-59 | |
| Sync Board | Data Sciences International | 271-0401-001 | |
| Sync Cable | Data Sciences International | 274-0030-001 | |
| Transducer-Pressure Buxco | Data Sciences International | 600-1114-001 | |
| Flow Meter | Data Sciences International | 600-1260-001 | |
| Magnet and Radio included in F20-EET Starter Kit | Data Sciences International | 276-0400-001 | |
| Axis P1363 Video Camera | Data Sciences International | 275-0201-001 | |
| Terg-A-Zyme | Fisher Scientific | 50-821-785 | Enzyme Detergent |
| Actril | Minntech Corporation | 78337-000 | Chemical Sterilant |
| Stereo Dissecting Microscope (Model MEB126) | Leica | 10-450-508 | |
| Servo-Controlled Humidifier/Infant Incubator | OHMEDA Ohio Care Plus | 6600-0506-803 | |
| TL11M2-F20-EET Transmitters | Data Sciences International | 270-0124-001 | |
| Dumont #2 Laminectomy Forceps – Standard Tips/Straight/12cm (x2) | Fine Scientific Instruments | 11223-20 | For handling wires |
| Dumont #2 Laminectomy Forceps – Standard Tips/Straight/12cm (x2) | Fine Scientific Instruments | 11223-20 | For surgery |
| Narrow Pattern Forceps- Serrated/Curved/12cm | Fine Scientific Instruments | 17003-12 | |
| Spring Scissors – Tough Cut/Straight/Sharp/12.5cm/6mm Cutting Edge | Fine Scientific Instruments | 15124-12 | |
| Tissue Separating Scissors – Straight/Blunt-Blunt/11.5cm | Fine Scientific Instruments | 14072-10 | |
| Fine Scissors – Tough Cut/Curved/Sharp-Sharp/9 cm | Fine Scientific Instruments | 14058-11 | For cutting wires and clipping nails |
| Scalpel Handle #3 | World Precision Instruments | 500236 | |
| Scalpel Blade | Fine Scientific Instruments | 10010-00 | For preparing lead caps |
| Polysorb Braided Absorbable suture | Coviden | D4G1532X | For coiling transmitter leads |
| Gluture | Zoetis Inc. | 6606-65-1 | Cyanoacrylate adhesive |
| 3 mL Syring Slip Tip – Soft | Vitality Medical | 118030055 | |
| 25G Needle (X2) | Becton Dickinson and Co. | 305-145 | |
| Cotton Tipped Applicators | Henry Schein Animal Health | 100-9175 | |
| Andis Easy Cut Hair Clipper Set | Andis | 049-06-0271 | Electrical Razor sold at Target |
| Isoflurane | Henry Schein Animal Health | 29404 | Anesthetic |
| Isopropyl Alcohol 70% | Priority Care 1 | MS070PC | |
| Dermachlor 2% Medical Scrub (chlorohexidine 2%) | Butler Schein | 55482 | |
| Artificial Tears | Henry Schein Animal Health | 48272 | Lubricant Opthalmic Ointment |
| Vacuum grease | Dow Corning Corporation | 1597418 | |
| Water Blanket | JorVet | JOR784BN |
References
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