Repetida Medición de la actividad muscular respiratoria y ventilación en el ratón modelos de enfermedad neuromuscular
Summary
Este documento presenta un método para mediciones repetidas de la ventilación y la actividad de los músculos respiratorios en un modelo de ratón libremente comportarse esclerosis lateral amiotrófica (ALS) a lo largo de progresión de la enfermedad con pletismografía de cuerpo entero y electromiografía través de un dispositivo de telemetría implantado.
Abstract
músculos respiratorios accesorios ayudan a mantener la ventilación cuando se deteriora la función del diafragma. El siguiente protocolo describe un método para mediciones repetidas durante semanas o meses de actividad de los músculos respiratorios accesorio mientras que mide simultáneamente la ventilación en un ratón no anestesiados, comportarse libremente. La técnica incluye la implantación quirúrgica de un transmisor de radio y la inserción de electrodo conduce a los músculos escalenos y trapecio para medir la actividad electromiograma de estos músculos inspiratorios. La ventilación se midió por pletismografía de cuerpo entero, y el movimiento de los animales se evalúa por vídeo y se sincroniza con la actividad electromiograma. Las mediciones de la actividad muscular y la ventilación en un modelo de ratón de la esclerosis lateral amiotrófica se presentan para mostrar cómo esta herramienta se puede utilizar para investigar cómo respiratoria cambios en la actividad muscular en el tiempo y para evaluar el impacto de la actividad muscular en la ventilación. Los métodos descritos pueden enviarasily ser adaptado para medir la actividad de otros músculos o para evaluar la actividad de los músculos respiratorios accesorio en modelos adicionales ratón de la enfermedad o lesión.
Introduction
Músculos respiratorios accesorios (ARMs) aumentar la ventilación durante los momentos de alta demanda (por ejemplo, ejercicio) y ayudan a mantener la ventilación cuando la función de diafragma se ve comprometida después de una lesión o enfermedad 1, 2. Aunque los cambios en la función del diafragma han sido bien descritos en pacientes esclerosis lateral amiotrófica (ALS) y modelos de ratón 3, 4, 5, 6, se sabe mucho menos acerca de la actividad o función de las armas en la ELA. Sin embargo, un estudio sugiere que los pacientes con ELA que reclutan ARM tienen un mejor pronóstico que aquellos con disfunción del diafragma similar que no lo hacen 7. Además, la actividad ARM es suficiente para la respiración en casos de parálisis diafragma 8. Estos estudios indican que las estrategias para aumentar la función del brazo pueden mejorar breathing en pacientes que sufren de enfermedad neuromuscular, lesión de la médula espinal, o de otras condiciones en las que se altera la función del diafragma. Sin embargo, los mecanismos que controlan el reclutamiento ARM para la respiración son en gran parte desconocidos. Los métodos para medir la función respiratoria y cambios en la actividad ARM en el tiempo en los modelos animales de la enfermedad o lesión se necesitan para estudiar cómo se reclutan ARMs, así como para evaluar terapias para mejorar el reclutamiento ARM y ventilación. Por otra parte, el aumento de la actividad de armas coincidiendo con la pérdida progresiva de la función del diafragma puede ser un biomarcador útil para progresión de la enfermedad en las enfermedades neuromusculares tales como ALS 7, 9, 10.
Este protocolo describe un método para no invasiva (después de la cirugía inicial) y repetidamente medir la actividad de los músculos respiratorios y la ventilación en, ratones comportándose despierto. grabaciones sincronizadas de electromiógrafoy (EMG), pletismografía de cuerpo entero (WBP), y de vídeo permiten que el investigador para evaluar cómo los cambios en la actividad de ARM ventilación impacto y para determinar cuando el sujeto está en reposo o en movimiento. Una ventaja importante de este método es que puede ser realizado en ratones, comportándose despierto, mientras que algunos métodos alternativos para medir EMG requiere anestesia y / o son procedimientos de terminal 11, 12, 13. El registro de la actividad EMG en ratones despiertos con el tiempo también se puede lograr a través de la implantación crónica de EMG conduce, en el que el ratón está atado por cables al sistema de adquisición 14, 15. Debido a la inmovilización de un ratón podría interferir con el movimiento o comportamiento normal y puede no ser compatible con una cámara de pletismografía estándar, el método descrito utiliza dispositivos de telemetría para transmitir de forma inalámbrica la señal EMG al sistema de adquisición. El transmisor puedeser encendido o apagado con un imán para ahorrar energía de la batería y permite mediciones repetidas de la actividad EMG durante varios meses. Este protocolo puede ser fácilmente adaptado para medir la actividad de los músculos respiratorios o no respiratorias adicionales mediante la inserción de la EMG conduce en diferentes músculos. Alternativamente, uno de los dos conductores se pueden usar para medir la actividad EEG para evaluar el estado de sueño o para identificar la actividad convulsiva 16. Esta técnica se ha utilizado con éxito para medir cambios en la actividad de ARM en reposo a lo largo de progresión de la enfermedad en un modelo de ratón de ELA y para identificar las neuronas clave que impulsan la actividad de ARM en ratones sanos 10.
Protocol
Representative Results
Discussion
El procedimiento ha demostrado aquí permite la medición no invasiva (después de la implantación quirúrgica inicial del transmisor) de la actividad de los músculos respiratorios y la ventilación durante muchos meses en el mismo animal. Esta técnica tiene varias ventajas sobre técnicas estándar EMG en ratones anestesiados: 1) los experimentos requieren un menor número de ratones y proporcionan la capacidad de grabar datos del mismo sitio en un solo ratón a través de etapas de la enfermedad (en lugar de utiliz…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
El apoyo a este trabajo fue proporcionado por el administrador Premio Hospital Medical Center de Niños de Cincinnati a SAC y una beca de formación de los NIH (T32NS007453) a VNJ
Materials
| B6.Cg-Tg (SOD1*G93A)1 Gur/J | Jackson Laboratory | 4435 | |
| Plethysmography Chamber | Buxco Respiratory Products/ Data Sciences International | 601-1425-001 | |
| Telemetry Receivers (Model RPC-1) | Data Sciences International | 272-6001-001 | |
| Bias Flow Pump (Model BFL0500) | Data Sciences International | 601-2201-001 | |
| ACQ-7000 USB | Data Sciences International | PNM-P3P-7002XS | |
| Dataquest A.R.T. Data Exchange Matrix | Data Sciences International | 271-0117-001 | |
| New Ponemah Analysis System | Data Sciences International | PNM-POST-CFG | |
| Ponemah Physiology Platform Acqusition software v5.20 | Data Sciences International | PNM-P3P-520 | |
| Ponemah Unrestrained Whole Breath Plethysmography analysis package v5.20 | Data Sciences International | PNM-URP100W | |
| Configured Ponemah Software System | Data Sciences International | PNM-P3P-CFG | |
| Analysis Module (URP) | Data Sciences International | PNM-URP100W | |
| Universal Amplifier | Data Sciences International | 13-7715-59 | |
| Sync Board | Data Sciences International | 271-0401-001 | |
| Sync Cable | Data Sciences International | 274-0030-001 | |
| Transducer-Pressure Buxco | Data Sciences International | 600-1114-001 | |
| Flow Meter | Data Sciences International | 600-1260-001 | |
| Magnet and Radio included in F20-EET Starter Kit | Data Sciences International | 276-0400-001 | |
| Axis P1363 Video Camera | Data Sciences International | 275-0201-001 | |
| Terg-A-Zyme | Fisher Scientific | 50-821-785 | Enzyme Detergent |
| Actril | Minntech Corporation | 78337-000 | Chemical Sterilant |
| Stereo Dissecting Microscope (Model MEB126) | Leica | 10-450-508 | |
| Servo-Controlled Humidifier/Infant Incubator | OHMEDA Ohio Care Plus | 6600-0506-803 | |
| TL11M2-F20-EET Transmitters | Data Sciences International | 270-0124-001 | |
| Dumont #2 Laminectomy Forceps – Standard Tips/Straight/12cm (x2) | Fine Scientific Instruments | 11223-20 | For handling wires |
| Dumont #2 Laminectomy Forceps – Standard Tips/Straight/12cm (x2) | Fine Scientific Instruments | 11223-20 | For surgery |
| Narrow Pattern Forceps- Serrated/Curved/12cm | Fine Scientific Instruments | 17003-12 | |
| Spring Scissors – Tough Cut/Straight/Sharp/12.5cm/6mm Cutting Edge | Fine Scientific Instruments | 15124-12 | |
| Tissue Separating Scissors – Straight/Blunt-Blunt/11.5cm | Fine Scientific Instruments | 14072-10 | |
| Fine Scissors – Tough Cut/Curved/Sharp-Sharp/9 cm | Fine Scientific Instruments | 14058-11 | For cutting wires and clipping nails |
| Scalpel Handle #3 | World Precision Instruments | 500236 | |
| Scalpel Blade | Fine Scientific Instruments | 10010-00 | For preparing lead caps |
| Polysorb Braided Absorbable suture | Coviden | D4G1532X | For coiling transmitter leads |
| Gluture | Zoetis Inc. | 6606-65-1 | Cyanoacrylate adhesive |
| 3 mL Syring Slip Tip – Soft | Vitality Medical | 118030055 | |
| 25G Needle (X2) | Becton Dickinson and Co. | 305-145 | |
| Cotton Tipped Applicators | Henry Schein Animal Health | 100-9175 | |
| Andis Easy Cut Hair Clipper Set | Andis | 049-06-0271 | Electrical Razor sold at Target |
| Isoflurane | Henry Schein Animal Health | 29404 | Anesthetic |
| Isopropyl Alcohol 70% | Priority Care 1 | MS070PC | |
| Dermachlor 2% Medical Scrub (chlorohexidine 2%) | Butler Schein | 55482 | |
| Artificial Tears | Henry Schein Animal Health | 48272 | Lubricant Opthalmic Ointment |
| Vacuum grease | Dow Corning Corporation | 1597418 | |
| Water Blanket | JorVet | JOR784BN |
References
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