Pulling Membrane Nanotubes from Giant Unilamellar Vesicles

Coline Pr&#233;vost; Feng-Ching Tsai; Patricia Bassereau; Mijo Simunovic

doi:10.3791/56086

JoVE Journal > Biology

Biologie

Trække membran nanorør fra Giant Unilamellar blærer

Published: December 07, 2017

doi:

10.3791/56086

Coline Prévost*^1,2,3, Feng-Ching Tsai*^1,4, Patricia Bassereau⁴, Mijo Simunovic⁵

¹Laboratoire Physico Chimie Curie, Institut Curie,PSL Research University, CNRS UMR168, ²Department of Genetics and Complex Diseases, T. H. Chan School of Public Health,Harvard Medical School, ³Department of Cell Biology,Harvard Medical School, ⁴Sorbonne Universités,UPMC University Paris 06, ⁵Center for Studies in Physics and Biology,The Rockefeller University

Summary

Mange proteiner i cellen fornemme og fremkalde membran krumning. Vi beskriver en metode til at trække membran nanorør fra lipid vesikler til at studere samspillet mellem proteiner eller eventuelle krumning-aktive molekyle med buede membraner in vitro.

Abstract

Omdannelsen af cellemembranen er en integreret del af mange cellulære fænomener, såsom endocytose, menneskehandel, dannelsen af filopodia, osv. Mange forskellige proteiner associere med buede membraner på grund af deres evne til at fornemme eller fremkalde membran krumning. Typisk, disse processer indebærer en lang række proteiner, hvilket gør dem alt for kompleks til at studere kvantitativt i cellen. Vi beskriver en protokol for at rekonstruere en buet membran i vitro, efterligne en buet cellestruktur, såsom endocytic halsen. En kæmpe unilamellar vesikel (GUV) bruges som en model af en cellemembran, hvis indre pres og overfladespænding styres med mikropipette aspiration. Anvende en punkt trækkraft på GUV ved hjælp af optiske tweezers skaber et nanorør høj krumningsradius tilsluttet en flad membran. Denne metode har traditionelt været brugt til at måle de grundlæggende mekaniske egenskaber af lipid membraner, såsom bøjning stivhed. I de seneste år, er det blevet udvidet for at studere, hvordan proteiner interagerer med membran krumning og den måde de påvirker figuren og mekanik af membraner. Et system, der kombinerer micromanipulation, mikroinjektion, Optisk pincet og konfokal mikroskopi tillader måling af membran krumning, membran spændinger og overflade tætheden af proteiner, samtidigt. Fra disse målinger, kan mange vigtige mekaniske og morfologiske egenskaber af protein-membran system udledes. Desuden lå vi ud en protokol for at skabe GUVs fysiologiske saltkoncentration, og en metode til kvantificering af den overflade tæthed af proteiner på en membran fra fluorescens intensiteter af mærket proteiner og lipider.

Introduction

Mange cellulære processer, såsom endocytose, menneskehandel, dannelsen af filopodia, infektion, osv., er ledsaget af en dramatisk ændring i form af cellemembraner¹^,². I cellen deltager en række proteiner i disse processer ved at binde sig til membranen og ændre deres form. De mest bemærkelsesværdige eksempler er medlemmer af familien Bin/Amphiphysin/autocampere (BAR) protein, der indeholder en karakteristisk uløseligt buet BAR domæne³^,⁴^,⁵^,⁶^,⁷. Typisk, de interagerer med membranen ved at tilslutte domænet BAR til overfladen, og i mange tilfælde også grundt indsætte amphipathic helices i tolagede. Form, størrelse og beregning af domænet BAR sammen med antallet af amphipathic helices bestemmer: (1) i retning af membran krumning (dvs., om de vil fremkalde invaginations eller fremspring), og (2) omfanget af membran krumning⁵^,⁸. Af note, er positiv krumning her defineret som den konvekse side af den buede membran, dvs, bule mod de interagerende partikel, og negative ellers. Desuden kvantitative undersøgelser af BAR proteiner afsløret, at deres virkning på membranen afhænger af en række fysiske parametre: overflade tæthed af proteiner, membran spændinger og membran form (flad versus rørformede versus sfæriske figur)⁷. Afhængigt af disse parametre BAR proteiner kan: (1) fungerer som sensorer af membran krumning, (2) bøje membraner, eller (3) fremkalde membran virksomhedsdeling⁷.

På grund af det store antal af involverede i membranen omformningen i cellen, at studere de kvantitative aspekter af fænomener, såsom endocytose komponenter, er i vivo ekstremt udfordrende. In vitro rekonstituering af minimal komponenter efterligne buede membraner i cellen giver mulighed for at få en mekanistisk forståelse af hvordan membran-buede proteiner fungere. I denne artikel beskrives en protokol for at rekonstruere en membran nanorør in vitro- ved hjælp af micromanipulation, Fluorescens mikroskopi og optiske pincet. Metoden kan bruges til at studere i en kvantitativ måde, hvordan proteiner, lipider, eller små molekyler interagere med buede membraner. Lipid GUVs bruges som modeller af en cellemembran, hvis krumning er ubetydelig i forhold til størrelsen af interagerende membran-buede molekyler. De er tilberedt ved hjælp af electroformation metoden⁹ hvor vesikler er dannet af hydrating en lipid film og hævelse i GUVs under en vekselstrøm (AC)¹⁰. Mest almindelige substrater som GUVs dyrkes er enten semi-ledende plader overtrukket med indium tin oxid (ITO) eller platinum ledninger (Pt-ledninger)¹¹. I dette arbejde dyrkes GUVs på Pt-ledninger, som denne metode har vist sig at fungere meget bedre end alternativet med at gøre GUVs i nærværelse af salte i buffer¹². Selvom electroformation protokol er beskrevet her i tilstrækkelige detaljer til at gengive det, henvise vi læseren til tidligere artikler hvori lignende og andre metoder til at gøre GUVs er beskrevet detaljeret¹³^,¹⁴. I vores hænder, har electroformation på Pt-ledninger med held givet GUVs fra en blanding af syntetiske lipider eller naturlige lipid ekstrakter i en buffer, som indeholder ~ 100 mM NaCl. Derudover blev det også muligt at indkapsle proteiner inde i GUVs under væksten. Et eksempel electroformation kammer er vist i figur 1A; Det består af to ~ 10 cm lange Pt-ledninger sat ind i en holder, der er fremstillet af polytetrafluorethylen (PTFE) der kan forseglet på begge sider med glas coverslips ~ 1-2 cm fra hinanden (figur 1A).

Figur 1: eksperimentel opsætning. (A) GUV electroformation kammer med elektriske forbindelsesdele knyttet til Pt-ledninger. (B) venstre: eksperimenterende systemet viser mikroskop, den eksperimentelle kammer over målet og to Mikropipetter (venstre og højre) knyttet til micromanipulators og indsættes i den eksperimentelle kammer for tube trække og protein injektion. Højre: et nærbillede af den eksperimentelle kammer monteret over målet viser tips af aspiration og injektion Mikropipetter indsat. (C) en sprøjten udstyret med en tynd dispenser indsat i en mikropipette på sin back-end. Bunden er et nærbillede af dispenser inde mikropipette med den blå prikkede linje skitserer mikropipette. Dette system bruges til at udfylde mikropipette med kasein passivering glasoverfladen og tilbage fyld med mineralsk olie efter behov. (D) A system anvendes til Aspirér µL mængder af protein løsning. Nålen er tilsluttet en sprøjte og slanger, som er forbundet til injektion mikropipette. Mikropipette tip er omhyggeligt nedsænket i protein løsning og indsugning så for at udfylde den mikropipette spids. Mikropipette udfyldes derefter tilbage med mineralsk olie ved hjælp af det system, der er vist i panelet C. venligst klik her for at se en større version af dette tal.

En membran nanorør, spænder i radius fra 7 nm til flere hundrede nm, kan trækkes fra en GUV af en ekstern kraft. Denne metode blev oprindeligt designet til at måle de elastiske egenskaber af cellemembraner og vesikler, såsom bøjning stivhed¹⁵^,¹⁶. I de seneste værker, blev metoden udvidet til at studere samspillet mellem proteiner med buede membraner af microinjecting proteiner nær trak nanorør⁷^,¹⁷. Andre metoder er blevet udviklet for at studere membran-buede proteiner. I én metode inkuberes proteiner med forskellige størrelser Liposomer tøjret til en passivated overflade. Konfokal mikroskopi anvendes til at måle protein bindingen som en funktion af Liposom diameter, hvilket kan indikere krumning-induceret sortering¹⁸^,¹⁹. I en anden metode, er proteiner indsprøjtet i nærheden af en mikro-indsugning GUV at måle deres evne til at fremkalde spontant tubuli²⁰^,²¹. De i denne protokol beskrevne metode er unikt tilpasset til at studere membran-buede proteiner involveret i endocytose, hvor de fleste proteiner typisk støder på præfabrikerede membran nanorør forbinder cargo-holdige membran invagination med den underliggende flad plasma membran. Desuden i denne metode, er i modsætning til i analysen med tøjret lille Liposomer, membran nanorør konstant tilsluttet membran; Derfor er det i mekanisk ligevægt med GUV, en situation forventes i vivo. Derfor grundlæggende membran fysik gælder, og vi kan udlede et væld af mekaniske egenskaber af vores målinger²²^,²³^,²⁴.

For en fuldstændig gennemførelse af denne metode omfatter det nødvendige udstyr en Konfokal mikroskop, Optisk pincet, og en eller to Mikropipetter tilsluttet en vandtank (figur 1B). Ved at kombinere alle tre, er det muligt at samtidig måle membran spændinger, membran krumning, overflade tæthed af proteiner, og tube kraft²⁵. Mikropipette aspiration er afgørende og det opbygges nemt ved at indsætte et glas mikropipette i indehaveren tilsluttet en vandtank, der via hydrostatisk tryk, styrer aspiration pres²⁶. Mikropipette og indehaveren styres af en micromanipulator og ideelt set i én retning ved en piezo-aktuator til præcision bevægelse. For at trække en nanorør, microaspirated GUV kortvarigt fast til en micron mellemstore perle derefter trukket væk skaber et nanorør. I denne implementering holdes perlen af optisk pincet, der kan konstrueres ved at følge en offentliggjort protokol²⁷. Det er muligt at give afkald af optisk pincet og pull nanorør på forskellige måder, selv på bekostning af præcise kraft målinger. Hvis det er for udfordrende at bygge en optisk fælde eller hvis force målinger er ikke afgørende, som hvis man blot ønsker at kontrollere proteiner forkærlighed for buede membraner, kan en slange trækkes ved hjælp af en perle indsugning på spidsen af en anden mikropipette²⁸. Det er også muligt at trække rørene ved hjælp gravitationel kraft²⁹ eller flow³⁰^,³¹. Derudover heller konfokalmikroskopi ikke er væsentlige; dog foretrækkes det så til at måle overflade tætheden af proteiner. Det giver også mulighed for måling af nanorør radius fra fluorescens intensiteten af lipider i røret, således uafhængigt af membran kraft og spændinger. Udlede tube radius fra fluorescens er især vigtigt, hvis forholdet mellem disse mængder afviger fra veletablerede ligninger på grund af tilstedeværelsen af membran-overholdt proteiner²⁵. Vigtigere, man kan ikke give afkald af både optisk fælde og konfokal mikroskopi, da det ikke vil være muligt at måle tube krumning.

Metoden som beskrevet i denne protokol er blevet brugt til at studere krumning-induceret sortering af forskellige perifere Membranproteiner på nanorør, for det meste dem fra de BAR familie²⁵^,³²^,³³^,³⁴. Det viste sig også at conically formet transmembrane kalium kanal KvAP er beriget på buet nanorør på samme måde som BAR proteiner³⁵. Ved at optimere metoden for at indkapsle proteiner inde i GUVs, er samspillet mellem proteiner og negativ krumning for nylig undersøgt som godt³⁶. Desuden, denne metode har været brugt til at belyse dannelsen af protein stilladser²⁵^,³⁷ og studere mekanismen af membran virksomhedsdeling enten linje spænding³⁸, protein dynamin³⁹, eller BAR proteiner⁴⁰^,⁴¹. Ud over proteiner, kan små molekyler eller ioner også fremkalde krumning. Du bruger denne metode, blev calciumioner vist sig at fremkalde positive krumning under salt-fri betingelser⁴². Interessant, har det også vist at lipider kan gennemgå krumning sortering, selvom kun til kompositioner, der er i nærheden af et demixing punkt⁴³^,⁴⁴. I sum, metoden, der kan bruges af forskere interesseret i at undersøge hvordan enten integreret membran komponenter (fx, lipider eller transmembrane proteiner) eller perifert bindende molekyler (enten indenfor eller udenfor GUVs) interagere med cylindrically buet membraner, fra mekanisk og kvantitativ synspunkter. Det er også beregnet til dem interesseret i at måle de mekaniske egenskaber af membranen selv²²^,²³^,⁴⁵.

Protocol

1. forberedelse af GUVs af Electroformation på Pt-ledninger Ren electroformation-kammer (Se Introduktion og figur 1A) og Pt-ledningerne med et organisk opløsningsmiddel som ethanol eller acetone at vaske væk lipider og vand til at vaske væk salte.Bemærk: Foreslår vi grundigt tørre væk rester med ethanol-gennemblødt væv og derefter sonicating i acetone, ethanol, så vandet, hver i 5 min. Forberede en lipid blanding af en ønskede lipid sammen…

Representative Results

Tube-trækker eksperimentet kan give vigtige mekaniske oplysninger om membranen. I mangel af proteiner eller andre molekyler, der parret med membran krumning, membranen kraft og tube radius kan være relateret til membran spændinger ved at anvende Canham-Helfrich Hamiltonske ligning til en tube trukket fra en GUV50,51 <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/56086/…

Discussion

Metoden med at trække rør fra GUVs giver rige oplysninger på membran-protein-system, så det er ikke kun et middel til at måle de grundlæggende mekaniske egenskaber af membranen, men det hjælper til at kaste lys over koblingen mellem proteiner og membran krumning. Som omtalt i indledningen, andre teknikker findes for at måle virkningerne af membran-buede proteiner, enten ved at inkubere proteiner med sub micron Liposomer tøjret til en passivated overflade¹⁸^,^19<…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne takke Benoit Sorre, Damien Cuvelier, Pierre Nassoy, François Quemeneur og Gil Toombes for deres afgørende bidrag til at etablere metoden nanorør i gruppen. P.B. gruppe tilhører CNRS konsortium CellTiss, Labex CelTisPhyBio (ANR-11-LABX0038) og Paris Sciences et Lettres (ANR-10-IDEX-0001-02). F. C. Tsai blev finansieret af EMBO langsigtede fellowship (ALTF 1527-2014) og Marie Curie aktioner (H2020-MSCA-IF-2014 og projekt membran-ezrin-actin). M.S. er en Junior Fellow af Simons samfund af medmennesker.

Materials

1,2-Dioleoyl-sn-glycero-3-phosphatidylcholine (DOPC)	Avanti	850375	Example lipid used in data for Figure 3
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000] [DSPE-PEG(2000)-biotin]	Avanti	880129	biotinylated lipid
BODIPY-TR-C5-ceramide	Molecular Probes (ThermoFisher)	D7540	fluorescent lipid
BODIPY- FLC5-hexadecanoyl phosphatidylcholine (HPC*)	Molecular Probes (ThermoFisher)		fluorescent lipid for protein density calibration
egg L-α-phosphatidylcholine (eggPC)	Avanti	840051	used for calibrating the tube radius constant
β-casein from bovine milk (>99%)	Sigma Aldrich	C6905	used for passivating the micropipette and the experimental chamber
Sucrose	Sigma Aldrich	S7903
D(+) glucose	Sigma Aldrich	G7021
NaCl	Sigma Aldrich	S7653
Tris	Sigma Aldrich	10708976001
osmometer	Loser	n/a
Pt-wires, 0.5 mm diameter, 99.99% pure	Goodfellow USA	PT005139	used for GUV electroformation
function generator		n/a	used to create current for GUV electroformation
putty sealant	Vitrex (from CML France)	CRIT 140013	used to seal the electroformation chamber
bath sonicator		n/a	useful to clean the electroformation chamber, but not crucial
Nikon TE2000 inverted microscope, eC1 confocal system (Nikon), with two laser lines (λ = 488 nm and 543 nm); optical tweezers induced by a 5 W ytterbium fiber continuous wave laser (λ > 1070 nm; IPG GmBH Germany)			an example of a confocal microscopy system equipped with optical tweezers
micromanipulators		n/a
borosilicate capillaries (with internal and external radii of 0.78 mm and 1 mm, respectively)	Harvard apparatus	30-0036
micropipette puller	Sutter Instrument	P-2100
microforge	Narishige	MF-800
piezoelectric actuator	Physik Instrumente	n/a
polystyrene streptavidin coated beads (diameter 3.2 µm)	Spherotech	SVP-30-5

References

McMahon, H. T., Gallop, J. L. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling. Nature. 438 (7068), 590-596 (2005).
Johannes, L., Wunder, C., Bassereau, P. Bending “on the rocks”–a cocktail of biophysical modules to build endocytic pathways. Cold Spring Harb Perspect Biol. 6 (1), (2014).
Dawson, J. C., Legg, J. A., Machesky, L. M. Bar domain proteins: a role in tubulation, scission and actin assembly in clathrin-mediated endocytosis. Trends Cell Biol. 16 (10), 493-498 (2006).
Mim, C., Unger, V. M. Membrane curvature and its generation by BAR proteins. Trends Biochem Sci. 37 (12), 526-533 (2012).
Qualmann, B., Koch, D., Kessels, M. M. Let’s go bananas: revisiting the endocytic BAR code. EMBO J. 30 (17), 3501-3515 (2011).
Rao, Y., Haucke, V. Membrane shaping by the Bin/amphiphysin/Rvs (BAR) domain protein superfamily. Cell Mol Life Sci. 68 (24), 3983-3993 (2011).
Simunovic, M., Voth, G. A., Callan-Jones, A., Bassereau, P. When Physics Takes Over: BAR Proteins and Membrane Curvature. Trends Cell Biol. 25 (12), 780-792 (2015).
Safari, F., Suetsugu, S. The BAR Domain Superfamily Proteins from Subcellular Structures to Human Diseases. Membranes (Basel). 2 (1), 91-117 (2012).
Angelova, M. I., Soléau, S., Méléard, P., Faucon, F., Bothorel, P., Helm, C., Lösche, M., Möhwald, H. . Progress in Colloid and Polymer Science Vol. 89: Trends in Colloid and Interface Science VI. 89, 127-131 (1992).
Meleard, P., Bagatolli, L. A., Pott, T. Giant unilamellar vesicle electroformation from lipid mixtures to native membranes under physiological conditions. Methods Enzymol. 465, 161-176 (2009).
Montes, L. R., Alonso, A., Goni, F. M., Bagatolli, L. A. Giant unilamellar vesicles electroformed from native membranes and organic lipid mixtures under physiological conditions. Biophys J. 93 (10), 3548-3554 (2007).
Mathivet, L., Cribier, S., Devaux, P. F. Shape change and physical properties of giant phospholipid vesicles prepared in the presence of an AC electric field. Biophys J. 70 (3), 1112-1121 (1996).
Collins, M. D., Gordon, S. E. Giant liposome preparation for imaging and patch-clamp electrophysiology. J Vis Exp. (76), (2013).
Garten, M., Aimon, S., Bassereau, P., Toombes, G. E. Reconstitution of a transmembrane protein, the voltage-gated ion channel, KvAP, into giant unilamellar vesicles for microscopy and patch clamp studies. J Vis Exp. (95), e52281 (2015).
Hochmuth, R. M., Evans, E. A. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. I. Analysis. Biophys J. 39 (1), 71-81 (1982).
Hochmuth, R. M., Wiles, H. C., Evans, E. A., McCown, J. T. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. II. Experiment. Biophys J. 39 (1), 83-89 (1982).
Bassereau, P., Sorre, B., Levy, A. Bending lipid membranes: experiments after W. Helfrich’s model. Adv Colloid Interface Sci. 208, 47-57 (2014).
Hatzakis, N. S., et al. How curved membranes recruit amphipathic helices and protein anchoring motifs. Nature chemical biology. 5 (11), 835-841 (2009).
Bhatia, V. K., et al. Amphipathic motifs in BAR domains are essential for membrane curvature sensing. EMBO J. 28 (21), 3303-3314 (2009).
Shi, Z., Baumgart, T. Membrane tension and peripheral protein density mediate membrane shape transitions. Nat Commun. 6, 5974 (2015).
Chen, Z., Shi, Z., Baumgart, T. Regulation of membrane-shape transitions induced by I-BAR domains. Biophys J. 109 (2), 298-307 (2015).
Cuvelier, D., Derenyi, I., Bassereau, P., Nassoy, P. Coalescence of membrane tethers: experiments, theory, and applications. Biophys J. 88 (4), 2714-2726 (2005).
Derenyi, I., Julicher, F., Prost, J. Formation and interaction of membrane tubes. Phys Rev Lett. 88 (23), 238101 (2002).
Dimova, R. Recent developments in the field of bending rigidity measurements on membranes. Adv Colloid Interface Sci. 208, 225-234 (2014).
Sorre, B., et al. Nature of curvature coupling of amphiphysin with membranes depends on its bound density. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (1), 173-178 (2012).
Evans, E., Rawicz, W. Entropy-driven tension and bending elasticity in condensed-fluid membranes. Phys Rev Lett. 64 (17), 2094-2097 (1990).
Neuman, K. C., Nagy, A. Single-molecule force spectroscopy: optical tweezers, magnetic tweezers and atomic force microscopy. Nat Methods. 5 (6), 491-505 (2008).
Capraro, B. R., Yoon, Y., Cho, W., Baumgart, T. Curvature sensing by the epsin N-terminal homology domain measured on cylindrical lipid membrane tethers. J Am Chem Soc. 132 (4), 1200-1201 (2010).
Bo, L., Waugh, R. E. Determination of bilayer membrane bending stiffness by tether formation from giant, thin-walled vesicles. Biophys J. 55 (3), 509-517 (1989).
Rossier, O., et al. Giant Vesicles under Flows: Extrusion and Retraction of Tubes. Langmuir. 19 (3), 575-584 (2003).
Borghi, N., Rossier, O., Brochard-Wyart, F. Hydrodynamic extrusion of tubes from giant vesicles. EPL (Europhysics Letters). 64 (6), 837 (2003).
Zhu, C., Das, S. L., Baumgart, T. Nonlinear sorting, curvature generation, and crowding of endophilin N-BAR on tubular membranes. Biophys J. 102 (8), 1837-1845 (2012).
Ramesh, P., et al. FBAR syndapin 1 recognizes and stabilizes highly curved tubular membranes in a concentration dependent manner. Sci Rep. 3, 1565 (2013).
Knorr, R. L., et al. Membrane morphology is actively transformed by covalent binding of the protein Atg8 to PE-lipids. PLoS One. 9 (12), e115357 (2014).
Aimon, S., et al. Membrane shape modulates transmembrane protein distribution. Dev Cell. 28 (2), 212-218 (2014).
Prévost, C., et al. IRSp53 senses negative membrane curvature and phase separates along membrane tubules. Nat Commun. , (2015).
Simunovic, M., et al. How curvature-generating proteins build scaffolds on membrane nanotubes. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (40), 11226-11231 (2016).
Allain, J. M., Storm, C., Roux, A., Ben Amar, M., Joanny, J. F. Fission of a multiphase membrane tube. Phys Rev Lett. 93 (15), 158104 (2004).
Morlot, S., et al. Membrane shape at the edge of the dynamin helix sets location and duration of the fission reaction. Cell. 151 (3), 619-629 (2012).
Renard, H. F., et al. Endophilin-A2 functions in membrane scission in clathrin-independent endocytosis. Nature. 517 (7535), 493-496 (2015).
Simunovic, M., et al. Friction Mediates Scission of Tubular Membranes Scaffolded by BAR Proteins. Cell. 170 (1), 172-184 (2017).
Simunovic, M., Lee, K. Y., Bassereau, P. Celebrating Soft Matter’s 10th anniversary: screening of the calcium-induced spontaneous curvature of lipid membranes. Soft Matter. 11 (25), 5030-5036 (2015).
Sorre, B., et al. Curvature-driven lipid sorting needs proximity to a demixing point and is aided by proteins. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (14), 5622-5626 (2009).
Heinrich, M., Tian, A., Esposito, C., Baumgart, T. Dynamic sorting of lipids and proteins in membrane tubes with a moving phase boundary. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (16), 7208-7213 (2010).
Dasgupta, R., Dimova, R. Inward and outward membrane tubes pulled from giant vesicles. Journal of Physics D: Applied Physics. 47 (28), 282001 (2014).
Vitkova, V., Genova, J., Mitov, M. D., Bivas, I. Sugars in the aqueous phase change the mechanical properties of lipid mono- and bilayers. Molecular Crystals and Liquid Crystals. 449, 95-106 (2006).
Bouvrais, H. . Mechanical properties of giant vesicle membranes investigated by flickering technique. , (2011).
Koster, G., Cacciuto, A., Derenyi, I., Frenkel, D., Dogterom, M. Force barriers for membrane tube formation. Phys Rev Lett. 94 (6), 068101 (2005).
Kwok, R., Evans, E. Thermoelasticity of large lecithin bilayer vesicles. Biophys J. 35 (3), 637-652 (1981).
Helfrich, W. Elastic properties of lipid bilayers: theory and possible experiments. Z Naturforsch C. 28 (11), 693-703 (1973).
Canham, P. B. The minimum energy of bending as a possible explanation of the biconcave shape of the human red blood cell. J Theor Biol. 26 (1), 61-81 (1970).
Marcerou, J. P., Prost, J., Gruler, H. Elastic Model of Protein-Protein Interaction. Nuovo Cimento Della Societa Italiana Di Fisica D-Condensed Matter Atomic Molecular and Chemical Physics Fluids Plasmas Biophysics. 3 (1), 204-210 (1984).
Leibler, S. Curvature Instability in Membranes. J Phys-Paris. 47 (3), 507-516 (1986).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Citer Cet Article

Prévost, C., Tsai, F., Bassereau, P., Simunovic, M. Pulling Membrane Nanotubes from Giant Unilamellar Vesicles. J. Vis. Exp. (130), e56086, doi:10.3791/56086 (2017).