Pulling Membrane Nanotubes from Giant Unilamellar Vesicles

Coline Pr&#233;vost; Feng-Ching Tsai; Patricia Bassereau; Mijo Simunovic

doi:10.3791/56086

JoVE Journal > Biology

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Biologie

Потянув нанотрубок мембраны из гигантских однослойных везикул

Published: December 07, 2017

doi:

10.3791/56086

Coline Prévost*^1,2,3, Feng-Ching Tsai*^1,4, Patricia Bassereau⁴, Mijo Simunovic⁵

¹Laboratoire Physico Chimie Curie, Institut Curie,PSL Research University, CNRS UMR168, ²Department of Genetics and Complex Diseases, T. H. Chan School of Public Health,Harvard Medical School, ³Department of Cell Biology,Harvard Medical School, ⁴Sorbonne Universités,UPMC University Paris 06, ⁵Center for Studies in Physics and Biology,The Rockefeller University

Summary

Многие белки в ячейке смысла и побудить мембраны кривизны. Мы описываем метод тянуть нанотрубок мембраны из липидов пузырьки для изучения взаимодействия белков или любой кривизны активные молекулы с изогнутой мембраны в пробирке.

Abstract

Реорганизация клеточной мембраны является неотъемлемой частью многих клеточных явлений, таких как эндоцитоза, людьми, формирование filopodia, и т.д. Многие различные белки связывают с изогнутой мембраны из-за их способности смысл или побудить мембраны кривизны. Как правило эти процессы включают в себя множество белков, что делает их слишком сложными для изучения количественно в ячейке. Мы описываем протокол для воссоздания изогнутые мембраны в пробирке, подражая изогнутые сотовой структуры, например endocytic шею. Гигантский однослойных везикул (GUV) используется как модель клеточной мембраны, внутреннее давление и поверхностное натяжение которого контролируются с микропипеткой аспирации. Применение точки тяговое усилие на GUV, используя Оптический пинцет создает нанотрубки высокой кривизны, подключенных к плоской мембраны. Этот метод традиционно используется для измерения основных механических свойств липидов мембран, таких как жесткость на изгиб. В последние годы она была расширена для изучения взаимодействия белков с мембраны кривизны и то, как они влияют на форму и механики мембран. Система, сочетая микроманипуляции, микроинъекции, Оптический пинцет и confocal микроскопии позволяет измерение кривизны мембраны, мембраны напряженности и поверхностная плотность белков, одновременно. Из этих измерений может быть выведено много важных механические и Морфологические свойства белка мембранные системы. Кроме того мы выложить протокол о создании GUVs присутствии физиологические концентрации соли и метод количественного определения поверхностная плотность белка на мембране от интенсивности флуоресценции помечены белков и липидов.

Introduction

Многих клеточных процессах, таких как эндоцитоза, торговля, образование filopodia, инфекции, и т.п., сопровождаются драматические изменения в форме клеточной мембраны¹^,². В ячейке количество белков, участвовать в этих процессах путем привязки к мембране и изменяя их форму. Наиболее яркими примерами являются членами семьи протеина Bin/Amphiphysin/Rvs (бар), содержащий характеристику неразрывно изогнутый бар домена³^,⁴^,⁵^,⁶^,⁷. Как правило они взаимодействуют с мембраной путем присоединения домена бар на поверхность и, во многих случаях, также неглубоко Вставка амфифильными спиралей в бислой. Форма, размер и заряд бар домена вместе с количество спиралей амфифильными определяет: (1) направление мембранных кривизны (т.е., ли они будут побуждать кариолеммы или выступы) и (2) масштаб мембраны кривизны⁵^,⁸. Здесь следует отметить, положительной кривизны определяется как выпуклой стороне изогнутые мембраны, т.е., выпуклость к взаимодействующих частиц и отрицательные иначе. Кроме того, количественные исследования бар белки показали, что их влияние на мембране зависит от набора физических параметров: поверхностная плотность белков, напряжение мембраны и мембраны формы (плоский против трубчатых против сферических ⁷форма). В зависимости от этих параметров бар белков может: (1) выступать в качестве датчиков мембраны кривизны, (2) согните мембраны или (3) побуждать мембраны scission⁷.

Из-за огромного числа компонентов, вовлеченных в мембраны реорганизация в ячейке, изучая количественные аспекты явления, такие как эндоцитоза в естественных условиях является чрезвычайно сложной задачей. В vitro воссоздание минимальным компонентов, подражая изогнутые мембраны в ячейке предоставляет средства механистического понимания как мембрана изгибая белков работают. Эта статья описывает протокол для воссоздания мембраны нанотрубок в пробирке с помощью микроманипуляции, конфокальная микроскопия и Оптический пинцет. Этот подход может использоваться для изучения, количественным способом, как белки, липиды или малые молекулы взаимодействуют с изогнутой мембраны. Липидные GUVs используются в качестве модели клеточной мембраны, чьи кривизны является незначительным по сравнению с размером взаимодействующих молекул, изгибая мембраны. Они были подготовлены с помощью метода electroformation⁹ , в котором везикулы образуются увлажняющий липидной пленки и опухоль в GUVs под переменный ток (AC)¹⁰. Наиболее распространенными субстратов, на которых выращиваются GUVs являются либо полупроводящей плиты, покрытые Индий оксид олова (ITO) или провода платины (Pt провода)¹¹. В этой работе GUVs выращивается на Pt провода, как было показано, что этот метод работать гораздо лучше, чем альтернатива в принятии GUVs в присутствии солей в буфер¹². Хотя протокол electroformation здесь описан достаточно подробно, чтобы воспроизвести его, мы отсылаем читателя к предыдущей статьи, в которых подобные и другие методы изготовления GUVs были описаны в деталях¹³^,¹⁴. В наших руках electroformation на Pt провода успешно принесло GUVs из смеси синтетических липидов или от природных липидов экстрактов в буфер, содержащий ~ 100 мм NaCl. Кроме того было также можно инкапсулировать белков внутри GUVs во время роста. Камеру electroformation пример показан на рисунке 1A; Она состоит из двух ~ 10-cm долго Pt проводов вставляются в держатель из политетрафторэтилена (ПТФЭ), которые могут быть закрыты с обеих сторон стекла coverslips ~ 1-2 см друг от друга (рис. 1A).

Рисунок 1: экспериментальная установка. (A) GUV electroformation камера с электрическими разъемами, придает Pt провода. (B) слева: экспериментальная система, показаны в Микроскоп, экспериментальной камеры выше цели и двух micropipettes (левый и правый) придает микроманипуляторов и вставляется в экспериментальной камеры для трубки потянув и белка инъекции. Справа: в увеличенном экспериментальной камеры смонтированы выше цели показаны советы стремление и инъекций micropipettes вставлены. (C) A шприц с тонкой распылитель, вставляется в микропипеткой на его задней части. В нижней является в увеличенном колонки внутри микропипеткой с изложением микропипеткой синей пунктирной линией. Эта система используется для заполнения микропипеткой с казеином пассивации поверхности стекла, а также обратно заливки с минеральным маслом при необходимости. (D) A система, используемая для аспирационная количествах мкл раствора белка. Игла подключен шприц и трубопровод, который подключен к микропипеткой инъекций. Кончик микропипеткой тщательно погружен в раствор белка и наддува так чтобы заполнить микропипеткой кончик. Микропипеткой затем обратно заполнены с минеральным маслом, с использованием системы, отображаемые в панели C. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Нанотрубки мембраны, начиная в радиусе 7 Нм до нескольких сотен Нм, могут быть выведены из GUV внешней силой. Этот метод был первоначально предназначен для измерения упругих свойств клеточных мембран и везикулы, таких как изгиб жесткость¹⁵^,¹⁶. В последних работах метод был продлен для изучения взаимодействия белков с изогнутой мембраны, microinjecting белки вблизи вытащил нанотрубок⁷^,¹⁷. Другие методы были разработаны для изучения мембраны изгибая белков. В одном методе белки инкубируют с по-разному размера липосомы, привязанный к пассивированы поверхности. Конфокальная микроскопия используется для измерения связывания белков как функция липосом диаметра, который может указывать кривизны индуцированной сортировки¹⁹,¹⁸^,. В другом методе белки вводят вблизи микро безнаддувных GUV измерить их способность спонтанно побудить трубочки²⁰^,²¹. Метод, описанный в настоящем Протоколе однозначно подходит для изучения мембраны изгибая белков, участвующих в эндоцитоза, где большинство белков, как правило, встречаются преформированных мембраны нанотрубок, соединяющий груза содержащих мембраны invagination с лежащие в основе плоской плазматической мембраны. Кроме того в этом методе, в отличие от в assay с привязи малых липосомы, мембраны нанотрубок постоянно подключен к мембраны; Таким образом это в Механическое равновесие с GUV, ситуация ожидается в естественных условиях. Следовательно физику фундаментальных мембраны относится и множество механических свойств можно заключить из нашего измерения по²²^,²³^,²⁴.

Для полной реализации этого метода необходимое оборудование включает в себя Конфокальный микроскоп оптический пинцет и один или два micropipettes, подключенных к резервуар для воды (рис. 1B). Объединив все три, это позволяет одновременно измерять напряжение мембраны, мембраны кривизны, поверхностная плотность белков и трубки силу²⁵. Микропипеткой стремление имеет важное значение, и он легко построен, вставив микропипеткой стекла в держатель, подключенных к резервуар с водой, которая, через гидростатическое давление, контролирует давление стремление²⁶. Микропипеткой и держатель находятся под контролем микроманипулятор и, в идеале, в одном направлении пьезо привода для точности движения. Чтобы вытащить нанотрубки, microaspirated GUV кратко застрял микронных размеров бисера затем вытащил прочь создание нанотрубки. В этой реализации шарик проводится Оптический пинцет, которая может быть построена, следуя опубликованный протокол²⁷. Это позволяет обойтись Оптический пинцет и тянуть нанотрубок различными способами, хотя за счет измерения точные силы. Если это слишком сложно построить оптические ловушки или измерения силы не существенно, такие как если один просто хочет проверить предпочтение белков изогнутые мембраны, трубка может быть вытащил с использованием бисера, наддува на кончике второй микропипеткой²⁸. Это также можно тянуть труб с использованием гравитационных сил²⁹ или потока³⁰^,³¹. Кроме того конфокальная микроскопия важно не либо; Однако желательно так чтобы измерить плотность поверхности белков. Она также позволяет, измерения нанотрубок радиуса от интенсивности флуоресценции липидов в трубки, таким образом независимо от силы мембраны и напряженности. Подразумеваемых радиус трубы от флуоресценции особенно важно, если отношения между этими количествами отклоняется от устоявшихся уравнений вследствие наличия придерживается мембранных белков²⁵. Важно отметить, что нельзя обойтись оптические ловушки и confocal микроскопии, как это не будет возможно измерить кривизны трубы.

Метод, как описано в настоящем протоколе был использован для изучения кривизны индуцированной сортировки различных периферийных мембранных белков на нанотрубках, главным образом те из бар семьи²⁵^,^,³²³³^,³⁴. Было также показано, что конически форме калия трансмембранный канал, который KvAP обогащено на изогнутые нанотрубок таким же образом как бар белки³⁵. Путем оптимизации метода инкапсуляции белков внутри GUVs, как хорошо³⁶недавно исследовано взаимодействия белков с отрицательной кривизны. Кроме того этот метод был использован для выяснения формирования белков подмостей²⁵^,³⁷ и изучить механизм мембраны scission либо линии напряженности³⁸, белок Динамин³⁹, или бар белки⁴⁰^,⁴¹. Помимо белков малых молекул или ионов может также вызвать кривизны. С помощью этого метода, ионов кальция показали побудить положительной кривизны под соль свободные условия⁴². Интересно, что также было показано, что липиды могут пройти кривизны сортировки, хотя только для композиций, которые вблизи demixing пункт⁴³^,⁴⁴. В целом этот метод может использоваться исследователями заинтересованы в расследовании как либо интегральный мембранный компонентов (например, липидов или трансмембранные белки) или периферийно привязки молекул (либо внутри или вне GUVs) взаимодействуют с цилиндрически изогнутые мембраны, от механических и количественной точек зрения. Он также предназначен для тех, кто заинтересован в измерения механических свойств мембраны себя²²^,²³^,⁴⁵.

Protocol

1. Подготовка GUVs, Electroformation на Pt провода Electroformation отсек (см. Введение и рис. 1A) и Pt провода с органического растворителя, например этанол или ацетон, чтобы смыть липиды и с водой смыть соли.Примечание: Мы рекомендуем тщательно вытирая остатков с этанола, проп…

Representative Results

Трубка потянув эксперимент могут дать жизненно механические информацию о мембраны. В отсутствие белков и других молекул, которые силы пара с мембраной кривизны, мембраны и радиус трубы могут быть связаны с мембраной напряженности путем применения Канхем-Хелфрих Гами…

Discussion

Метод потянув трубы с GUVs дает богатую информацию о системе мембрана белка, как это не только средство для измерения основных механических свойств мембраны, но он помогает пролить свет на связи между белками и мембраны кривизны. Как указывалось во введении, другие методы существуют для ?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы благодарят Benoit Sorre, Дамьен Кувелье, Пьер Nassoy, Франсуа Quemeneur и Gil Toombes за их важный вклад установить метод нанотрубок в группе. П.б. Группа принадлежит консорциуму CNRS CellTiss, Labex CelTisPhyBio (АНР-11-LABX0038) и Париж наук и литературы (АНР-10-IDEX-0001-02). F. C. Tsai финансировался EMBO долгосрочных стипендий (ALTF 1527-2014) и Мари Кюри действия (H2020-МСКА-если-2014, проект мембраны Эзрин миозина). М.с. – младший научный Симонс общества стипендиатов.

Materials

1,2-Dioleoyl-sn-glycero-3-phosphatidylcholine (DOPC)	Avanti	850375	Example lipid used in data for Figure 3
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000] [DSPE-PEG(2000)-biotin]	Avanti	880129	biotinylated lipid
BODIPY-TR-C5-ceramide	Molecular Probes (ThermoFisher)	D7540	fluorescent lipid
BODIPY- FLC5-hexadecanoyl phosphatidylcholine (HPC*)	Molecular Probes (ThermoFisher)		fluorescent lipid for protein density calibration
egg L-α-phosphatidylcholine (eggPC)	Avanti	840051	used for calibrating the tube radius constant
β-casein from bovine milk (>99%)	Sigma Aldrich	C6905	used for passivating the micropipette and the experimental chamber
Sucrose	Sigma Aldrich	S7903
D(+) glucose	Sigma Aldrich	G7021
NaCl	Sigma Aldrich	S7653
Tris	Sigma Aldrich	10708976001
osmometer	Loser	n/a
Pt-wires, 0.5 mm diameter, 99.99% pure	Goodfellow USA	PT005139	used for GUV electroformation
function generator		n/a	used to create current for GUV electroformation
putty sealant	Vitrex (from CML France)	CRIT 140013	used to seal the electroformation chamber
bath sonicator		n/a	useful to clean the electroformation chamber, but not crucial
Nikon TE2000 inverted microscope, eC1 confocal system (Nikon), with two laser lines (λ = 488 nm and 543 nm); optical tweezers induced by a 5 W ytterbium fiber continuous wave laser (λ > 1070 nm; IPG GmBH Germany)			an example of a confocal microscopy system equipped with optical tweezers
micromanipulators		n/a
borosilicate capillaries (with internal and external radii of 0.78 mm and 1 mm, respectively)	Harvard apparatus	30-0036
micropipette puller	Sutter Instrument	P-2100
microforge	Narishige	MF-800
piezoelectric actuator	Physik Instrumente	n/a
polystyrene streptavidin coated beads (diameter 3.2 µm)	Spherotech	SVP-30-5

References

McMahon, H. T., Gallop, J. L. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling. Nature. 438 (7068), 590-596 (2005).
Johannes, L., Wunder, C., Bassereau, P. Bending “on the rocks”–a cocktail of biophysical modules to build endocytic pathways. Cold Spring Harb Perspect Biol. 6 (1), (2014).
Dawson, J. C., Legg, J. A., Machesky, L. M. Bar domain proteins: a role in tubulation, scission and actin assembly in clathrin-mediated endocytosis. Trends Cell Biol. 16 (10), 493-498 (2006).
Mim, C., Unger, V. M. Membrane curvature and its generation by BAR proteins. Trends Biochem Sci. 37 (12), 526-533 (2012).
Qualmann, B., Koch, D., Kessels, M. M. Let’s go bananas: revisiting the endocytic BAR code. EMBO J. 30 (17), 3501-3515 (2011).
Rao, Y., Haucke, V. Membrane shaping by the Bin/amphiphysin/Rvs (BAR) domain protein superfamily. Cell Mol Life Sci. 68 (24), 3983-3993 (2011).
Simunovic, M., Voth, G. A., Callan-Jones, A., Bassereau, P. When Physics Takes Over: BAR Proteins and Membrane Curvature. Trends Cell Biol. 25 (12), 780-792 (2015).
Safari, F., Suetsugu, S. The BAR Domain Superfamily Proteins from Subcellular Structures to Human Diseases. Membranes (Basel). 2 (1), 91-117 (2012).
Angelova, M. I., Soléau, S., Méléard, P., Faucon, F., Bothorel, P., Helm, C., Lösche, M., Möhwald, H. . Progress in Colloid and Polymer Science Vol. 89: Trends in Colloid and Interface Science VI. 89, 127-131 (1992).
Meleard, P., Bagatolli, L. A., Pott, T. Giant unilamellar vesicle electroformation from lipid mixtures to native membranes under physiological conditions. Methods Enzymol. 465, 161-176 (2009).
Montes, L. R., Alonso, A., Goni, F. M., Bagatolli, L. A. Giant unilamellar vesicles electroformed from native membranes and organic lipid mixtures under physiological conditions. Biophys J. 93 (10), 3548-3554 (2007).
Mathivet, L., Cribier, S., Devaux, P. F. Shape change and physical properties of giant phospholipid vesicles prepared in the presence of an AC electric field. Biophys J. 70 (3), 1112-1121 (1996).
Collins, M. D., Gordon, S. E. Giant liposome preparation for imaging and patch-clamp electrophysiology. J Vis Exp. (76), (2013).
Garten, M., Aimon, S., Bassereau, P., Toombes, G. E. Reconstitution of a transmembrane protein, the voltage-gated ion channel, KvAP, into giant unilamellar vesicles for microscopy and patch clamp studies. J Vis Exp. (95), e52281 (2015).
Hochmuth, R. M., Evans, E. A. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. I. Analysis. Biophys J. 39 (1), 71-81 (1982).
Hochmuth, R. M., Wiles, H. C., Evans, E. A., McCown, J. T. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. II. Experiment. Biophys J. 39 (1), 83-89 (1982).
Bassereau, P., Sorre, B., Levy, A. Bending lipid membranes: experiments after W. Helfrich’s model. Adv Colloid Interface Sci. 208, 47-57 (2014).
Hatzakis, N. S., et al. How curved membranes recruit amphipathic helices and protein anchoring motifs. Nature chemical biology. 5 (11), 835-841 (2009).
Bhatia, V. K., et al. Amphipathic motifs in BAR domains are essential for membrane curvature sensing. EMBO J. 28 (21), 3303-3314 (2009).
Shi, Z., Baumgart, T. Membrane tension and peripheral protein density mediate membrane shape transitions. Nat Commun. 6, 5974 (2015).
Chen, Z., Shi, Z., Baumgart, T. Regulation of membrane-shape transitions induced by I-BAR domains. Biophys J. 109 (2), 298-307 (2015).
Cuvelier, D., Derenyi, I., Bassereau, P., Nassoy, P. Coalescence of membrane tethers: experiments, theory, and applications. Biophys J. 88 (4), 2714-2726 (2005).
Derenyi, I., Julicher, F., Prost, J. Formation and interaction of membrane tubes. Phys Rev Lett. 88 (23), 238101 (2002).
Dimova, R. Recent developments in the field of bending rigidity measurements on membranes. Adv Colloid Interface Sci. 208, 225-234 (2014).
Sorre, B., et al. Nature of curvature coupling of amphiphysin with membranes depends on its bound density. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (1), 173-178 (2012).
Evans, E., Rawicz, W. Entropy-driven tension and bending elasticity in condensed-fluid membranes. Phys Rev Lett. 64 (17), 2094-2097 (1990).
Neuman, K. C., Nagy, A. Single-molecule force spectroscopy: optical tweezers, magnetic tweezers and atomic force microscopy. Nat Methods. 5 (6), 491-505 (2008).
Capraro, B. R., Yoon, Y., Cho, W., Baumgart, T. Curvature sensing by the epsin N-terminal homology domain measured on cylindrical lipid membrane tethers. J Am Chem Soc. 132 (4), 1200-1201 (2010).
Bo, L., Waugh, R. E. Determination of bilayer membrane bending stiffness by tether formation from giant, thin-walled vesicles. Biophys J. 55 (3), 509-517 (1989).
Rossier, O., et al. Giant Vesicles under Flows: Extrusion and Retraction of Tubes. Langmuir. 19 (3), 575-584 (2003).
Borghi, N., Rossier, O., Brochard-Wyart, F. Hydrodynamic extrusion of tubes from giant vesicles. EPL (Europhysics Letters). 64 (6), 837 (2003).
Zhu, C., Das, S. L., Baumgart, T. Nonlinear sorting, curvature generation, and crowding of endophilin N-BAR on tubular membranes. Biophys J. 102 (8), 1837-1845 (2012).
Ramesh, P., et al. FBAR syndapin 1 recognizes and stabilizes highly curved tubular membranes in a concentration dependent manner. Sci Rep. 3, 1565 (2013).
Knorr, R. L., et al. Membrane morphology is actively transformed by covalent binding of the protein Atg8 to PE-lipids. PLoS One. 9 (12), e115357 (2014).
Aimon, S., et al. Membrane shape modulates transmembrane protein distribution. Dev Cell. 28 (2), 212-218 (2014).
Prévost, C., et al. IRSp53 senses negative membrane curvature and phase separates along membrane tubules. Nat Commun. , (2015).
Simunovic, M., et al. How curvature-generating proteins build scaffolds on membrane nanotubes. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (40), 11226-11231 (2016).
Allain, J. M., Storm, C., Roux, A., Ben Amar, M., Joanny, J. F. Fission of a multiphase membrane tube. Phys Rev Lett. 93 (15), 158104 (2004).
Morlot, S., et al. Membrane shape at the edge of the dynamin helix sets location and duration of the fission reaction. Cell. 151 (3), 619-629 (2012).
Renard, H. F., et al. Endophilin-A2 functions in membrane scission in clathrin-independent endocytosis. Nature. 517 (7535), 493-496 (2015).
Simunovic, M., et al. Friction Mediates Scission of Tubular Membranes Scaffolded by BAR Proteins. Cell. 170 (1), 172-184 (2017).
Simunovic, M., Lee, K. Y., Bassereau, P. Celebrating Soft Matter’s 10th anniversary: screening of the calcium-induced spontaneous curvature of lipid membranes. Soft Matter. 11 (25), 5030-5036 (2015).
Sorre, B., et al. Curvature-driven lipid sorting needs proximity to a demixing point and is aided by proteins. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (14), 5622-5626 (2009).
Heinrich, M., Tian, A., Esposito, C., Baumgart, T. Dynamic sorting of lipids and proteins in membrane tubes with a moving phase boundary. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (16), 7208-7213 (2010).
Dasgupta, R., Dimova, R. Inward and outward membrane tubes pulled from giant vesicles. Journal of Physics D: Applied Physics. 47 (28), 282001 (2014).
Vitkova, V., Genova, J., Mitov, M. D., Bivas, I. Sugars in the aqueous phase change the mechanical properties of lipid mono- and bilayers. Molecular Crystals and Liquid Crystals. 449, 95-106 (2006).
Bouvrais, H. . Mechanical properties of giant vesicle membranes investigated by flickering technique. , (2011).
Koster, G., Cacciuto, A., Derenyi, I., Frenkel, D., Dogterom, M. Force barriers for membrane tube formation. Phys Rev Lett. 94 (6), 068101 (2005).
Kwok, R., Evans, E. Thermoelasticity of large lecithin bilayer vesicles. Biophys J. 35 (3), 637-652 (1981).
Helfrich, W. Elastic properties of lipid bilayers: theory and possible experiments. Z Naturforsch C. 28 (11), 693-703 (1973).
Canham, P. B. The minimum energy of bending as a possible explanation of the biconcave shape of the human red blood cell. J Theor Biol. 26 (1), 61-81 (1970).
Marcerou, J. P., Prost, J., Gruler, H. Elastic Model of Protein-Protein Interaction. Nuovo Cimento Della Societa Italiana Di Fisica D-Condensed Matter Atomic Molecular and Chemical Physics Fluids Plasmas Biophysics. 3 (1), 204-210 (1984).
Leibler, S. Curvature Instability in Membranes. J Phys-Paris. 47 (3), 507-516 (1986).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Citer Cet Article

Prévost, C., Tsai, F., Bassereau, P., Simunovic, M. Pulling Membrane Nanotubes from Giant Unilamellar Vesicles. J. Vis. Exp. (130), e56086, doi:10.3791/56086 (2017).