Pulling Membrane Nanotubes from Giant Unilamellar Vesicles

Coline Pr&#233;vost; Feng-Ching Tsai; Patricia Bassereau; Mijo Simunovic

doi:10.3791/56086

JoVE Journal > Biology

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Biologie

Membran nanotüpler dev Unilamellar veziküller çekerek

Published: December 07, 2017

doi:

10.3791/56086

Coline Prévost*^1,2,3, Feng-Ching Tsai*^1,4, Patricia Bassereau⁴, Mijo Simunovic⁵

¹Laboratoire Physico Chimie Curie, Institut Curie,PSL Research University, CNRS UMR168, ²Department of Genetics and Complex Diseases, T. H. Chan School of Public Health,Harvard Medical School, ³Department of Cell Biology,Harvard Medical School, ⁴Sorbonne Universités,UPMC University Paris 06, ⁵Center for Studies in Physics and Biology,The Rockefeller University

Summary

Çoğu protein hücredeki hissediyorum ve membran eğriliği neden. Membran nanotüpler lipid veziküller eğri membranlar içinde vitroetkileşim proteinler veya herhangi bir eğrilik aktif molekül çalışmaya üzerinden çekmek için bir yöntem açıklanmaktadır.

Abstract

Hücre membran yeniden şekillendirilmesi endositoz, kaçakçılık, filopodia, vboluşumu gibi birçok hücresel olayların ayrılmaz bir parçasıdır. Birçok farklı protein hissediyorum veya membran eğriliği ikna yeteneği nedeniyle eğri membranlar ile ilişkilendirin. Genellikle, bu onları hücreye kantitatif çalışmaya çok karmaşık hale proteinler çok sayıda ayrışmasını gerektirir. Biz bir eğri membran vitro, yeniden oluşturmak için bir protokol endositik boyun gibi kavisli bir hücresel yapısı taklit tanımlamak. Bir dev unilamellar vezikül (Şef) olan iç basınç ve yüzey gerilimi micropipette aspirasyon ile kontrol edilir bir hücre zarı modeli olarak kullanılır. Optik cımbız kullanarak Şef bir nokta çekerek güç uygulayarak Nanotüpün düz bir membran bağlı yüksek kavisi oluşturur. Bu yöntem, lipid membranlar, sertlik bükme gibi temel mekanik özelliği ölçmenin geleneksel olarak kullanılmıştır. Son yıllarda, proteinler membran eğriliği ve onlar şekli ve membranları mekanik etkiler yolu ile nasıl etkileşim kurduğu eğitim için genişletilmiştir. Embriyolardan, mikroenjeksiyon, optik cımbız ve confocal mikroskobu birleştiren bir sistem aynı anda ölçüm membran eğriliği, membran gerginlik ve proteinler, yüzey yoğunluğu sağlar. Bu ölçümler protein-membran sisteminin birçok önemli mekanik ve morfolojik özelliklerini anlaşılmaktadır olabilir. Buna ek olarak, biz fizyolojik tuz konsantrasyonu ve proteinler membran üzerinden Floresans yoğunluklarda etiketli proteinler ve yağlar üzerinde yüzey yoğunluğu miktarının bir yöntem GUVs oluşturma iletişim kuralı düzenleyin.

Introduction

Kaçakçılığı, endositoz, filopodia, enfeksiyon, vb, oluşumu gibi birçok hücresel süreçler hücre zarları¹^,²şeklinde dramatik bir değişim eşlik eder. Hücre içinde bir dizi proteinler membran için bağlama ve onların şekil değiştirerek bu işlemlerde katılmak. Özünde etki alanı³^,⁴^,⁵^,⁶^,⁷BAR kavisli bir özellik içeren depo gözü/Amphiphysin/Rvs (BAR) protein ailesi üyeleri en önemli örneklerdir. Tipik olarak, onlar BAR etki alanı yüzeye ve birçok durumda, aynı zamanda derin bilayer amfipatik sarmal ekleme kalarak tarafından membran ile etkileşim. Şekli, boyutu ve şarj amfipatik sarmal sayısı ile birlikte BAR etki alanının belirler: (1) membran eğriliği yönünü (Yani, invaginations ya da çıkıntılar neden) ve (2) membran büyüklüğü eğrilik⁵^,⁸. Belirtmek gerekirse burada dışbükey tarafı eğri membran, Yani, çıkıntı etkileşen parçacık doğru ve negatif olarak aksi takdirde olumlu eğriliği tanımlanır. Ayrıca, membran üzerindeki etkileri fiziksel parametreleri bir dizi bağlıdır protein BAR nicel çalışmalar ortaya: yüzey proteinleri, membran gerginlik ve membran şekli (düz karşı borulu karşı küresel yoğunluğu şekil)⁷. Bu parametreler protein BAR bağlı olabilir: (1) hareket sensörleri membran kavisi, (2) membranlar viraj veya (3) neden membran scission⁷.

Bileşenleri membran hücre, endositoz gibi olayları niceliksel yönlerini eğitim yeniden şekillendirilmesi olarak yer sayısının çokluğu nedeniyle vivo içinde son derece zordur. Vitro sulandırma eğri membranlar hücrenin taklit eden en az bileşenlerinin nasıl membran eğri proteinlerin faaliyet mekanik bir anlayış kazanmak için sağlar. Bu makalede membran nanotüp vitro Embriyolardan, confocal mikroskobu ve optik cımbız kullanarak yeniden oluşturmak için bir iletişim kuralı. Yaklaşım, proteinler, lipidler veya küçük moleküller eğri membranlar ile etkileşimini nicel bir şekilde çalışmak için kullanılabilir. Lipid GUVs olan eğrilik etkileşen moleküllerin membran eğri boyuta göre önemsiz bir hücre membran modelleri olarak kullanılır. Onlar hangi veziküller lipid film nemlendirici ve GUVs bir alternatif akım (AC)¹⁰altında şişlik tarafından kurulan electroformation yöntemi⁹ kullanılarak hazırlanır. En yaygın yüzeyler üzerinde GUVs yetiştirilen indiyum kalay oksit (ITO) ile kaplı ya da yarı iletken tabaklara veya Platin (Pt-telleri)¹¹teller. Bu yöntem tuzları arabellek¹²huzurunda GUVs yapımında alternatif daha iyi çalışması için gösterildiği gibi Bu eser, GUVs Pt-telleri üzerinde yetiştirilmektedir. Electroformation Protokolü burada onu çoğaltmak yeterince ayrıntılı bir biçimde anlatılan rağmen biz okuyucu içinde ayrıntı¹³^,¹⁴‘ GUVs yapma ve diğer benzer yöntemleri tarif edilmiştir önceki makalelerine bakın. Bizim ellerde electroformation Pt-telleri üzerinde başarıyla GUVs sentetik yağlar karışımı veya doğal lipid ~ 100 mM NaCl içeren bir arabellek özler vermiştir. Ayrıca, büyüme sırasında proteinler GUVs içinde kapsüllemek mümkündü. Bir örnek electroformation odası şekil 1A‘ gösterilir; iki ~ 10 cm uzunluğunda Pt-tel her iki cam coverslips ile mühürlenmiş politetrafloroetilin (PTFE) yapılmış bir tutucu eklenen oluşur ~ 1-2 cm arayla (şekil 1A).

Şekil 1: deneysel Kur. (A) Şef electroformation odası ile elektrik konektörleri Pt-telleri için bağlı. (B) sol: mikroskop gösterilen deneysel sistem objektif ve iki MİKROPİPETLER (sol ve sağ) yukarıda deneysel odası için micromanipulators bağlı ve tüp çekerek ve protein için deneysel odasına eklenmiş enjeksiyon. Sağ: deneysel odası yakından görmek aspirasyon ve eklenen enjeksiyon MİKROPİPETLER gösterilen amaç monte. (C) A tenkıye arka tarafında bir micropipette takılan ince bir dağıtıcı ile donatılmıştır. Alt micropipette özetleyen mavi noktalı çizgi ile micropipette içinde dağıtıcı yakın çekim görülmektedir. Bu sistem micropipette kazein cam yüzey passivate ve mineral gerektiğinde yağ ile doldurun yedeklenmeyeceğini doldurmak için kullanılır. (D) A sistem protein çözüm miktarlarda µL Aspire eskiden. İğne bir şırınga ve iğne micropipette bağlı boru bağlıdır. Micropipette ipucu dikkatle protein çözüm içine dalmış ve çok micropipette ipucu doldurmak için Aspire. Micropipette sonra geri mineral panel C. gösterilen sistem kullanarak yağ ile dolu Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.

RADIUS 7 arasında değişen membran Nanotüpün nm için birkaç yüz nm, bir şef bir dış kuvvet tarafından çıkardı. Bu yöntem ilk hücre zarlarında ve veziküller, bükme sertlik¹⁵^,¹⁶gibi elastik özelliklerini ölçmek için tasarlanmıştır. En son eserlerinde yöntemi proteinler çekti nanotüp⁷^,¹⁷yakınındaki microinjecting tarafından proteinler arasındaki etkileşimin eğri membranlar ile çalışmaya uzatıldı. Diğer yöntemlerle proteinler membran eğri eğitimi için geliştirilmiştir. Bir yöntem, proteinler farklı ölçekli lipozomlar passivated yüzeye hayvan zinciri ile inkübe. Confocal mikroskobu protein bağlayıcı eğriliği kaynaklı sıralama¹⁸^,¹⁹belirtebilirsiniz lipozom çapı bir fonksiyonu olarak ölçmek için kullanılır. Başka bir yöntem, protein kendiliğinden tübüllerin²⁰^,²¹ikna etmek için yeteneklerini ölçmek için bir mikro-Aspire Şef enjekte edilir. Bu protokol için açıklanan yöntemi nerede çoğu proteinler genellikle ön şekillendirilmesi membran nanotüpler kargo içeren membran invagination ile bağlanma karşılaşma membran eğri proteinler endositoz içinde yer alan eğitim için benzersiz olarak uygundur temel düz plazma zarı. Ayrıca, Bu yöntemde farklı olarak tahlil ile gergin küçük lipozomlar, membran nanotüp sürekli membran için bağlı; Bu nedenle, Şef, beklenen durum içinde vivoile mekanik denge bulunmaktadır. Bu nedenle, temel membran fizik uygular ve mekanik özellikleri bir bolluk bizim ölçümleri²²^,²³^,²⁴algılayın.

Bu yöntem tam uygulanması için gerekli ekipman confocal mikroskop, optik cımbız ve su deposu (şekil 1B) bağlı bir veya iki MİKROPİPETLER içerir. Üçü bir araya getirerek, aynı anda ölçmek membran gerginlik, membran eğriliği, proteinlerin yüzey yoğunluğu ve kuvvet²⁵tüp mümkündür. Micropipette aspirasyon esastır ve kolayca içine aspirasyon basınç²⁶hidrostatik basınç kontrol eden bir su deposu için bağlı bir tutucu bir cam micropipette ekleyerek oluşturulur. Micropipette ve tutucu bir micromanipulator tarafından ve ideal olarak, bir yönde bir piezo-aktüatör hassas hareket için tarafından kontrol edilir. Nanotüpün çekeceğim, Şef microaspirated kısa bir süre uzakta Nanotüpün oluşturma sonra çekti bir mikron büyüklüğünde boncuk için sıkıştı. Bu uygulama, boncuk bir yayımlanmış protokolü²⁷takip ederek inşa optik cımbız tarafından düzenlenmektedir. Bu doğru kuvvet ölçümleri rağmen pahasına optik cımbız ve çekme nanotüpler farklı şekillerde dağıtmak mümkündür. Bir optik tuzak kurmak çok zor olması veya kuvvet ölçümleri bir sadece proteinler tercih için eğri membranlar, kontrol istiyorsa gerekli değil, gibi bir tüp ikinci bir micropipette²⁸ucunda Aspire bir boncuk kullanarak çekilebilir. Yerçekimi kuvveti²⁹ kullanarak tüpler çekme veya³⁰^,³¹akışı mümkündür. Ayrıca, confocal mikroskobu da önemli değil; Ancak, bu yüzden proteinler yüzey yoğunluğunu ölçmek için tercih edilir. Ayrıca nanotüp RADIUS floresan yoğunluğu lipidler tüp, böylece bağımsız olarak membran kuvvet ve gerginlik üzerinden ölçüm sağlar. Bu miktarları arasındaki ilişkiyi proteinler membran yapıştırılır²⁵varlığı nedeniyle köklü denklemleri sapma üzerinden Floresan Tüp RADIUS çıkarım özellikle önemlidir. Tüp eğriliği ölçmek mümkün olmayacak gibi önemlisi, bir optik tuzak ve confocal mikroskobu dağıtmak değil.

Bu protokol için açıklanan yöntemi eğrilik kaynaklı çeşitli periferik membran proteinlerinin nanotüpler, çoğunlukla bu BAR aile²⁵^,³²^,³³^,^{34 üzerinde sıralanması eğitim için kullanılan}. Bu aynı zamanda KvAP üzerinde zenginleştirilmiş conically şekilli transmembran potasyum kanal proteinler³⁵gibi BAR aynı şekilde nanotüpler kavisli gösterilmiştir. Proteinler GUVs içinde kapsüllemek için yöntemini optimize ederek, proteinler arasındaki etkileşimin negatif eğriliği ile son zamanlarda iyi³⁶araştırmış. Ayrıca, bu yöntem protein iskele²⁵^,³⁷ oluşumu aydınlatmak için ve her iki satır gerginlik³⁸, protein dynamin³⁹, veya BAR membran scission mekanizması çalışmaya kullanılmıştır proteinler⁴⁰^,⁴¹. Ek olarak proteinler, küçük moleküllerin veya iyonların eğriliği de tetikleyebilir. Bu yöntemi kullanarak, kalsiyum iyonları pozitif eğriliği tuzsuz koşulları⁴²altında ikna etmek için gösterilmiştir. İlginçtir, aynı zamanda lipidler bir demixing noktası⁴³^,⁴⁴olan sadece besteleri rağmen için sıralama, eğrilik geçirmek için gösterilmiştir. Toplum olarak, yöntem araştırmacılar nasıl ya integral membran bileşenler (örneğin, lipitler veya transmembran proteinler) soruşturma baktılar tarafından kullanılabilir veya periferik molekülleri bağlama (ya içinde veya dışında GUVs) ile etkileşim cylindrically eğri membranlar, mekanik ve nicel Puan bakış. Ayrıca²²^,²³^,⁴⁵membran kendisi mekanik özelliklerini ölçme ilgilenenler için amaçlanmıştır.

Protocol

1. GUVs Electroformation Pt-telleri üzerinde tarafından hazırlanması Electroformation odası temiz (bkz: giriş ve şekil 1A) ve Pt-tuz silsin için telleri ile etanol veya lipidler silsin için aseton gibi organik bir çözücü ve su ile.Not: Biz iyice uzağa kalıntı etanol bulanmış doku ile silinerek sonra aseton, etanol, o zaman su, her biri için 5 dk sonicating öneririz. 1 mg/mL kloroform bir istenen lipid bileşimi lipid karışımı h…

Representative Results

Tüp çekme deneyi membran hakkında hayati mekanik bilgi verebilir. Proteinler veya Çift zar eğriliği, membran ile kuvvet ve tüp RADIUS ile membran gerginlik Canham Helfrich Hamilton uygulayarak ilgili diğer moleküller yokluğunda bir şef50,51 bir tüp denkleme çekti (Denklem 1)…

Discussion

Tüpler GUVs çekme yöntemi yalnızca membran temel mekanik özelliği ölçmenin anlamına gelir değil ama protein ve membran arasında bağlantı ışık tutacak yardımcı olur gibi membran protein sistemi hakkında zengin bilgi verir eğriliği. Giriş bölümünde açıklandığı gibi alt mikron lipozomlar yüzey düzgünleştirilecek¹⁸^,¹⁹ ‘ a hayvan zinciri ile proteinler kuluçka veya gözlemleyerek proteinler membran eğme, etkilerini ölçmek için ba…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Yazarlar Benoit Sorre, Damien Cuvelier, Pierre Nassoy, François Quemeneur ve Gil Toombes önemli katkılarından dolayı nanotüp yöntemi grupta kurmak için teşekkür ederiz. P.B. grup CNRS Konsorsiyumu CellTiss, Labex CelTisPhyBio (ANR-11-LABX0038) ve Paris Bilimler ait et Lettres (ANR-10-IDEX-0001-02). F. C. Tsai EMBO uzun süreli arkadaş grubu (ALTF 1527-2014) ve Marie Curie eylemleri (H2020-MSCA-Eğer-2014, proje membran-ezrin-aktin) tarafından finanse edildi. M.S. Simons arkadaşlarının toplum Junior biri.

Materials

1,2-Dioleoyl-sn-glycero-3-phosphatidylcholine (DOPC)	Avanti	850375	Example lipid used in data for Figure 3
1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[biotinyl(polyethyleneglycol)-2000] [DSPE-PEG(2000)-biotin]	Avanti	880129	biotinylated lipid
BODIPY-TR-C5-ceramide	Molecular Probes (ThermoFisher)	D7540	fluorescent lipid
BODIPY- FLC5-hexadecanoyl phosphatidylcholine (HPC*)	Molecular Probes (ThermoFisher)		fluorescent lipid for protein density calibration
egg L-α-phosphatidylcholine (eggPC)	Avanti	840051	used for calibrating the tube radius constant
β-casein from bovine milk (>99%)	Sigma Aldrich	C6905	used for passivating the micropipette and the experimental chamber
Sucrose	Sigma Aldrich	S7903
D(+) glucose	Sigma Aldrich	G7021
NaCl	Sigma Aldrich	S7653
Tris	Sigma Aldrich	10708976001
osmometer	Loser	n/a
Pt-wires, 0.5 mm diameter, 99.99% pure	Goodfellow USA	PT005139	used for GUV electroformation
function generator		n/a	used to create current for GUV electroformation
putty sealant	Vitrex (from CML France)	CRIT 140013	used to seal the electroformation chamber
bath sonicator		n/a	useful to clean the electroformation chamber, but not crucial
Nikon TE2000 inverted microscope, eC1 confocal system (Nikon), with two laser lines (λ = 488 nm and 543 nm); optical tweezers induced by a 5 W ytterbium fiber continuous wave laser (λ > 1070 nm; IPG GmBH Germany)			an example of a confocal microscopy system equipped with optical tweezers
micromanipulators		n/a
borosilicate capillaries (with internal and external radii of 0.78 mm and 1 mm, respectively)	Harvard apparatus	30-0036
micropipette puller	Sutter Instrument	P-2100
microforge	Narishige	MF-800
piezoelectric actuator	Physik Instrumente	n/a
polystyrene streptavidin coated beads (diameter 3.2 µm)	Spherotech	SVP-30-5

References

McMahon, H. T., Gallop, J. L. Membrane curvature and mechanisms of dynamic cell membrane remodelling. Nature. 438 (7068), 590-596 (2005).
Johannes, L., Wunder, C., Bassereau, P. Bending “on the rocks”–a cocktail of biophysical modules to build endocytic pathways. Cold Spring Harb Perspect Biol. 6 (1), (2014).
Dawson, J. C., Legg, J. A., Machesky, L. M. Bar domain proteins: a role in tubulation, scission and actin assembly in clathrin-mediated endocytosis. Trends Cell Biol. 16 (10), 493-498 (2006).
Mim, C., Unger, V. M. Membrane curvature and its generation by BAR proteins. Trends Biochem Sci. 37 (12), 526-533 (2012).
Qualmann, B., Koch, D., Kessels, M. M. Let’s go bananas: revisiting the endocytic BAR code. EMBO J. 30 (17), 3501-3515 (2011).
Rao, Y., Haucke, V. Membrane shaping by the Bin/amphiphysin/Rvs (BAR) domain protein superfamily. Cell Mol Life Sci. 68 (24), 3983-3993 (2011).
Simunovic, M., Voth, G. A., Callan-Jones, A., Bassereau, P. When Physics Takes Over: BAR Proteins and Membrane Curvature. Trends Cell Biol. 25 (12), 780-792 (2015).
Safari, F., Suetsugu, S. The BAR Domain Superfamily Proteins from Subcellular Structures to Human Diseases. Membranes (Basel). 2 (1), 91-117 (2012).
Angelova, M. I., Soléau, S., Méléard, P., Faucon, F., Bothorel, P., Helm, C., Lösche, M., Möhwald, H. . Progress in Colloid and Polymer Science Vol. 89: Trends in Colloid and Interface Science VI. 89, 127-131 (1992).
Meleard, P., Bagatolli, L. A., Pott, T. Giant unilamellar vesicle electroformation from lipid mixtures to native membranes under physiological conditions. Methods Enzymol. 465, 161-176 (2009).
Montes, L. R., Alonso, A., Goni, F. M., Bagatolli, L. A. Giant unilamellar vesicles electroformed from native membranes and organic lipid mixtures under physiological conditions. Biophys J. 93 (10), 3548-3554 (2007).
Mathivet, L., Cribier, S., Devaux, P. F. Shape change and physical properties of giant phospholipid vesicles prepared in the presence of an AC electric field. Biophys J. 70 (3), 1112-1121 (1996).
Collins, M. D., Gordon, S. E. Giant liposome preparation for imaging and patch-clamp electrophysiology. J Vis Exp. (76), (2013).
Garten, M., Aimon, S., Bassereau, P., Toombes, G. E. Reconstitution of a transmembrane protein, the voltage-gated ion channel, KvAP, into giant unilamellar vesicles for microscopy and patch clamp studies. J Vis Exp. (95), e52281 (2015).
Hochmuth, R. M., Evans, E. A. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. I. Analysis. Biophys J. 39 (1), 71-81 (1982).
Hochmuth, R. M., Wiles, H. C., Evans, E. A., McCown, J. T. Extensional flow of erythrocyte membrane from cell body to elastic tether. II. Experiment. Biophys J. 39 (1), 83-89 (1982).
Bassereau, P., Sorre, B., Levy, A. Bending lipid membranes: experiments after W. Helfrich’s model. Adv Colloid Interface Sci. 208, 47-57 (2014).
Hatzakis, N. S., et al. How curved membranes recruit amphipathic helices and protein anchoring motifs. Nature chemical biology. 5 (11), 835-841 (2009).
Bhatia, V. K., et al. Amphipathic motifs in BAR domains are essential for membrane curvature sensing. EMBO J. 28 (21), 3303-3314 (2009).
Shi, Z., Baumgart, T. Membrane tension and peripheral protein density mediate membrane shape transitions. Nat Commun. 6, 5974 (2015).
Chen, Z., Shi, Z., Baumgart, T. Regulation of membrane-shape transitions induced by I-BAR domains. Biophys J. 109 (2), 298-307 (2015).
Cuvelier, D., Derenyi, I., Bassereau, P., Nassoy, P. Coalescence of membrane tethers: experiments, theory, and applications. Biophys J. 88 (4), 2714-2726 (2005).
Derenyi, I., Julicher, F., Prost, J. Formation and interaction of membrane tubes. Phys Rev Lett. 88 (23), 238101 (2002).
Dimova, R. Recent developments in the field of bending rigidity measurements on membranes. Adv Colloid Interface Sci. 208, 225-234 (2014).
Sorre, B., et al. Nature of curvature coupling of amphiphysin with membranes depends on its bound density. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (1), 173-178 (2012).
Evans, E., Rawicz, W. Entropy-driven tension and bending elasticity in condensed-fluid membranes. Phys Rev Lett. 64 (17), 2094-2097 (1990).
Neuman, K. C., Nagy, A. Single-molecule force spectroscopy: optical tweezers, magnetic tweezers and atomic force microscopy. Nat Methods. 5 (6), 491-505 (2008).
Capraro, B. R., Yoon, Y., Cho, W., Baumgart, T. Curvature sensing by the epsin N-terminal homology domain measured on cylindrical lipid membrane tethers. J Am Chem Soc. 132 (4), 1200-1201 (2010).
Bo, L., Waugh, R. E. Determination of bilayer membrane bending stiffness by tether formation from giant, thin-walled vesicles. Biophys J. 55 (3), 509-517 (1989).
Rossier, O., et al. Giant Vesicles under Flows: Extrusion and Retraction of Tubes. Langmuir. 19 (3), 575-584 (2003).
Borghi, N., Rossier, O., Brochard-Wyart, F. Hydrodynamic extrusion of tubes from giant vesicles. EPL (Europhysics Letters). 64 (6), 837 (2003).
Zhu, C., Das, S. L., Baumgart, T. Nonlinear sorting, curvature generation, and crowding of endophilin N-BAR on tubular membranes. Biophys J. 102 (8), 1837-1845 (2012).
Ramesh, P., et al. FBAR syndapin 1 recognizes and stabilizes highly curved tubular membranes in a concentration dependent manner. Sci Rep. 3, 1565 (2013).
Knorr, R. L., et al. Membrane morphology is actively transformed by covalent binding of the protein Atg8 to PE-lipids. PLoS One. 9 (12), e115357 (2014).
Aimon, S., et al. Membrane shape modulates transmembrane protein distribution. Dev Cell. 28 (2), 212-218 (2014).
Prévost, C., et al. IRSp53 senses negative membrane curvature and phase separates along membrane tubules. Nat Commun. , (2015).
Simunovic, M., et al. How curvature-generating proteins build scaffolds on membrane nanotubes. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (40), 11226-11231 (2016).
Allain, J. M., Storm, C., Roux, A., Ben Amar, M., Joanny, J. F. Fission of a multiphase membrane tube. Phys Rev Lett. 93 (15), 158104 (2004).
Morlot, S., et al. Membrane shape at the edge of the dynamin helix sets location and duration of the fission reaction. Cell. 151 (3), 619-629 (2012).
Renard, H. F., et al. Endophilin-A2 functions in membrane scission in clathrin-independent endocytosis. Nature. 517 (7535), 493-496 (2015).
Simunovic, M., et al. Friction Mediates Scission of Tubular Membranes Scaffolded by BAR Proteins. Cell. 170 (1), 172-184 (2017).
Simunovic, M., Lee, K. Y., Bassereau, P. Celebrating Soft Matter’s 10th anniversary: screening of the calcium-induced spontaneous curvature of lipid membranes. Soft Matter. 11 (25), 5030-5036 (2015).
Sorre, B., et al. Curvature-driven lipid sorting needs proximity to a demixing point and is aided by proteins. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (14), 5622-5626 (2009).
Heinrich, M., Tian, A., Esposito, C., Baumgart, T. Dynamic sorting of lipids and proteins in membrane tubes with a moving phase boundary. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (16), 7208-7213 (2010).
Dasgupta, R., Dimova, R. Inward and outward membrane tubes pulled from giant vesicles. Journal of Physics D: Applied Physics. 47 (28), 282001 (2014).
Vitkova, V., Genova, J., Mitov, M. D., Bivas, I. Sugars in the aqueous phase change the mechanical properties of lipid mono- and bilayers. Molecular Crystals and Liquid Crystals. 449, 95-106 (2006).
Bouvrais, H. . Mechanical properties of giant vesicle membranes investigated by flickering technique. , (2011).
Koster, G., Cacciuto, A., Derenyi, I., Frenkel, D., Dogterom, M. Force barriers for membrane tube formation. Phys Rev Lett. 94 (6), 068101 (2005).
Kwok, R., Evans, E. Thermoelasticity of large lecithin bilayer vesicles. Biophys J. 35 (3), 637-652 (1981).
Helfrich, W. Elastic properties of lipid bilayers: theory and possible experiments. Z Naturforsch C. 28 (11), 693-703 (1973).
Canham, P. B. The minimum energy of bending as a possible explanation of the biconcave shape of the human red blood cell. J Theor Biol. 26 (1), 61-81 (1970).
Marcerou, J. P., Prost, J., Gruler, H. Elastic Model of Protein-Protein Interaction. Nuovo Cimento Della Societa Italiana Di Fisica D-Condensed Matter Atomic Molecular and Chemical Physics Fluids Plasmas Biophysics. 3 (1), 204-210 (1984).
Leibler, S. Curvature Instability in Membranes. J Phys-Paris. 47 (3), 507-516 (1986).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Citer Cet Article

Prévost, C., Tsai, F., Bassereau, P., Simunovic, M. Pulling Membrane Nanotubes from Giant Unilamellar Vesicles. J. Vis. Exp. (130), e56086, doi:10.3791/56086 (2017).