Summary

啮齿类动物和人体组织急性 ictal 活性的产生及按需启动

Published: January 19, 2019
doi:

Summary

急性癫痫发作模型对研究癫痫发作事件的机制很重要。此外, 按需生成癫痫形成事件的能力提供了一种高效的方法来研究其启动背后的事件的确切顺序。在这里, 我们描述了在小鼠和人体组织中建立的急性 4-氨基吡啶皮质发作模型。

Abstract

控制癫痫发作仍然是医学界面临的一个具有挑战性的问题。为了取得进展, 研究人员需要一种方法来广泛研究癫痫发作的动态和研究其潜在的机制。急性癫痫发作模型很方便, 提供了进行电生理记录的能力, 并能产生大量的电测事件。然后, 急性癫痫发作模型的有希望的发现可以推广到慢性癫痫模型和临床试验。因此, 研究急性模型中的癫痫发作, 忠实地复制临床癫痫发作的电特征和动态特征, 对于得出临床相关的发现至关重要。研究从人体组织制备的急性癫痫发作模型中的冰毒事件对于得出临床相关的结果也很重要。本文的重点是皮质4-ap 模型, 因为它在体内体外研究中, 以及在小鼠和人体组织中产生冰体事件的多功能性。本文中的方法还将描述使用零 mg2 +模型进行癫痫发作诱导的另一种方法, 并详细概述不同急性中产生的癫痫样活动的优点和局限性。扣押模型。此外, 通过利用市售的光遗传小鼠菌株, 可以使用短暂 (30 毫秒) 的光脉冲来触发与自发发生的相同的冰体事件。同样, 30-100 毫秒的神经递质 (伽玛-氨基酸或谷氨酸) 可应用于人体组织, 以引发与自发发生的事件相同的冰门事件。在急性癫痫发作模型中按需触发冰门事件的能力提供了新发现的能力, 可以观察作为癫痫发作起始动力学基础的事件的确切序列, 并有效地评估潜在的抗癫痫疗法。

Introduction

急性癫痫发作模型可以成功地再现断层特征, 使人想起在癫痫发作者的脑电图 (eeg) 中观察到的冰毒事件。研究人员使用这些类似于冰的事件 (这里称为 “冰形事件”) 作为癫痫发作事件1的代孕者。临床上, 冰体事件是癫痫发作事件的可靠代名词, 因为癫痫发作是一种源于大脑的神经紊乱。在癫痫监测单位, 神经学家依靠对伊卡事件的检测来确认大脑的癫痫发生区, 并将其分离出, 使其切除2。在重症监护室, 医生监测精神病活动, 以评估是否有任何癫痫发作的病人持续的癫痫发作活动3。控制癫痫发作仍然是医学界面临的一个挑战问题, 因为30% 的癫痫患者对现有药物45和10% 的涉及药物引起的癫痫发作的病例具有耐药性。对标准治疗没有反应3。这引起了社会的严重关切, 因为10% 的美国人在一生中被预测会经历一次癫痫发作事件, 3% 的人预计会患上癫痫.

研究慢性癫痫模型中的癫痫发作是昂贵的, 费力的, 往往需要几个月的时间来准备7。在自由移动的动物中进行电生理记录也是很困难的。人体临床试验面临着类似的问题, 以及与患者同意、参与者背景的差异以及涉及道德和伦理方面的考虑等额外的复杂性。另一方面, 急性癫痫发作模型是有利的, 因为它们的制备相对方便, 成本效益高, 能够产生大量的冰毒事件用于研究9。此外, 组织被固定在一个稳定的位置, 所以条件是理想的执行必要的电生理记录, 研究癫痫发作动力学和相关的潜在病理生理学。急性癫痫发作模型在硅胶(计算机) 模型中仍然是有利的, 因为它们是基于由大脑组成的神经网络组成的生物材料及其所有固有的因素和突触连接, 这些物质可能无法捕获即使是最详细的计算机型号10。这些特点使急性癫痫发作模型能够有效地筛选潜在的抗癫痫疗法, 并在推进这些疗法以进一步调查慢性癫痫模型和临床试验之前作出初步调查。

通常情况下, 急性癫痫发作模型来自正常的脑组织, 已遭受高度兴奋的条件。要诱导健康脑组织中的临床相关的冰体事件, 重要的是要了解大脑在静态11中的最佳功能, 在这种状态, 兴奋 (e) 和抑制 (i) 是平衡的 12。e-i 平衡的中断可能会导致高度可激发的发作状态, 在这种状态下, 冰体事件会沉淀。因此, 在这一概念框架内, 有两种主要策略可以在大脑切片 (体外) 或全脑 (体内) 制剂中产生冰毒事件: 要么减少抑制 (“抑制”), 要么增加抑制。激励 (“非抑制”)。然而, 冰印象事件是高度有序和同步的事件, 需要 gaba中西神经元的影响来协调神经网络活动13,14。因此, 非抑制模型是在孤立的神经网络中产生冰毒事件的最有效的模型, 例如在体外大脑切片15中, 而体外抑制模型通常会导致尖峰活动让人想起像兴趣的尖峰此外, 在此概念框架内, 瞬时同步事件还可以可靠地触发 ictal 事件16。事实上, 当在临界状态转换 (“分叉”) 第18点时, 应用于神经系统 17的任何微小扰动都可能触发冰形事件.传统上, 这些扰动是由电刺激引起的。然而, 最近神经科学中光遗传学的发展, 现在为诱导临界状态转变提供了更优雅的策略.

本文所述的方法演示了如何在体外 ( 《议定书》第1步) 和体内研究 (《议定书》第2步) 的急性发作模型中按需生成冰毒事件。它们涉及大脑区域的选择、癫痫诱导方法、研究类型和物种;然而, 重点将是推荐的选择急性4-ap 皮质癫痫发作模型, 因为它的多功能性在广泛的研究类型。急性体外 4-ap癫痫发作模型是基于标准的方案, 为电生理记录和成像研究准备高质量的脑片19。这些方案已经被用来从 16,20和人类21的体生长运动皮层的外冠状大脑切片。在这些类型的大脑切片中产生冰毒事件的修改以前已经演示过16 , 下面的《议定书》描述了全部细节。急性体内4-ap 皮质发作模型是基于标准的协议, 准备开颅术的影像学研究22。修改是, 开颅后没有安装 (玻璃滑梯) 窗口。相反, 前惊厥药物 (4-ap) 局部应用于暴露的皮层, 以诱导在动物全身麻醉期间的冰毒事件。据我们所知, 我们的小组是第一个在1 623 小鼠体内开发这种急性皮质癫痫发作模型的人。建立了以成年小鼠为研究对象的体内急性4-ap 皮质发作模型, 以补充幼龄组织的体外切片模型。在成人体内癫痫发作模型中复制发现有助于通过解决2d 脑切片 (三维全脑) 非生理条件的内在担忧来概括切片模型的发现结构) 和幼体与成人组织之间的生理差异。

按需的气门事件启动方法被证明使用的神经递质与皮科斯普利或光遗传学策略。据我们所知, 我们的小组是第一个通过皮科普利策16使用神经递质在人体组织引发冰毒事件的组织。在光遗传策略中, c57bl6 小鼠菌株是用于表达转基因的常规菌株。通道罗多普辛-2 (chr2) 在 gabaep 能间质间质细胞或谷氨酰胺锥体细胞中的表达将提供可选的能力, 在短暂的光脉冲下按需生成冰门事件。合适的光遗传学小鼠菌株包括商业上可获得的 c57bl6 变种, 该变种使用小鼠泡状 gaba 转运体启动子 (vgat) 24 或锥体细胞, 使用小鼠胸腺细胞抗原 1,在任何一个神经元中表达 chr2促销员 (thy1)25。这些市售的 vgate-chr2 和 thy1-chr2 小鼠提供了机会, 分别激活 gabaep 神经元或谷氨酸神经元, 在新皮层与蓝色 (470 纳米) 光。在急性癫痫发作模型中, 按需生成冰毒事件的能力可以为研究癫痫发作的启动动力学和有效评估潜在的抗癫痫疗法提供新的机会。

Protocol

所有涉及病人的研究都是根据大学卫生网络研究伦理委员会根据《赫尔辛基宣言》批准的一项议定书进行的。涉及动物的程序符合加拿大动物护理理事会的准则, 并得到克雷姆比尔研究所动物护理委员会的批准。 1. 第一议定书: 急性体外缉获模型 解剖溶液与人工脑脊液的制备 使用气石气泡扩散器 (水轮空气炉), 用碳原 (95% o2/5% co2) 过滤碳化水…

Representative Results

将 100μm 4-ap 应用于来自幼龄 vgat-chr2 小鼠的高质量 (无损坏) 的大脑片, 可在15分钟内可靠地诱导复发性的冰门事件 (> 5秒) (图 1 ai)。将 100μm 4-ap 应用于劣质切片, 导致了爆裂事件或尖峰活动 (图 1Aii)。平均而言, 每个解剖的老鼠大脑中的40% 的切片成功地产生了冰毒事件。此外, 83% (25/) 的解剖小鼠导致至少一个大脑切片成功地产生?…

Discussion

脑片用亲惊厥药物或改变的 acsf 灌注剂治疗, 以增加神经网络的兴奋性, 促进冰门事件的沉淀 (电图癫痫发作事件)。对于小鼠, 体质运动区的首选冠状切片应包含扣带回皮层, 区域 2 (cg), 但不包含视网膜平底区 (rs);这些解剖标记有助于确定最适合诱发冰毒事件的冠状切片的范围。小鼠组织的一个可选的修改是将大脑切片的两个半球切成两半, 用于匹配对实验设计, 因为这两个半球几乎是相同的 (类似?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

这项工作得到了加拿大卫生研究所 (mop 119003 至 peter l. carlen 和 taufik a. valiante)、安大略省大脑研究所 (致 taufik a. valiante) 和 mititex 学生研究补助金 (给 michael chang) 的支持。我们要感谢利亚姆·龙在拍摄视频手稿方面的协助。我们要感谢 paria Baharikhoob、abeeshan selvabaskaran 和 shadini dematagoda 协助汇编这份手稿中的数字和表格。图 1a、 3 a4 a6 a都是根据 chang 等人公布的数据得出的原始数字.16岁

Materials

Sodium pentobarbital N/A N/A Purchased through the Toronto Western Hospital's Suppliers
1 mm syringe N/A N/A Purchased through UT Med Store
25G 5/8” sterile needle N/A N/A Purchased through UT Med Store
Single edge razor blade (2x) N/A N/A Purchased through UT Med Store
Instant adhesive glue N/A N/A Purchased through UT Med Store
Lens paper N/A N/A Purchased through UT Med Store
Glass petri dish (2x) N/A N/A Purchased through UT Med Store
Splinter forceps (2x) N/A N/A Purchased through UT Med Store
PVC handle micro spatula N/A N/A Purchased through UT Med Store
Micro spoon with flat end N/A N/A Purchased through UT Med Store
Detailing brush 5/0 N/A N/A Purcahsed from a boutique art store
Wide bore transfer pipette N/A N/A Purchased through UT Med Store
Dental Tweezer N/A N/A Purchased through UT Med Store
Thermometer (digital) N/A N/A Purchased on Amazon.ca
Check carbogen tank (95%O2/5%CO2 N/A N/A Purchased through the Toronto Western Hospital's Suppliers
Vibratome Leica N/A Purchased through the Toronto Western Hospital's Suppliers
brain slice incubation chamber (a.k.a. brain slice keeper)  Scientific Systems Design Inc N/A
Sodium Chloride (NaCl) N/A N/A Purchased through UT Med Store
Sodium Bicarbonate N/A N/A Purchased through UT Med Store
Dextrose N/A N/A Purchased through UT Med Store
Potassium Chloride (KCl) N/A N/A Purchased through UT Med Store
Magnesium Sulfate (MgSO4 H2O) N/A N/A Purchased through UT Med Store
Sodium phosphate monobasic monohydrate (HNaPO4·H2O) N/A N/A Purchased through UT Med Store
Calcium Chloride (CaCl2·2H2O) N/A N/A Purchased through UT Med Store
Sucrose N/A N/A Purchased through UT Med Store

References

  1. Jefferys, J. G. R. Advances in understanding basic mechanisms of epilepsy and seizures. Seizure. 19 (10), 638-646 (2010).
  2. Fujiwara, H., et al. Resection of ictal high-frequency oscillations leads to favorable surgical outcome in pediatric epilepsy. Epilepsia. 53 (9), 1607-1617 (2012).
  3. Chen, H. Y., Albertson, T. E., Olson, K. R. Treatment of drug-induced seizures. British Journal of Clinical Pharmacology. 81 (3), 412-419 (2015).
  4. Kwan, P., Brodie, M. J. Early Identification of Refractory Epilepsy. New England Journal of Medicine. 342 (5), 314-319 (2000).
  5. Giussani, G., et al. A population-based study of active and drug-resistant epilepsies in Northern Italy. Epilepsy & Behavior. 55, 30-37 (2016).
  6. Pellock, J. M. Overview: definitions and classifications of seizure emergencies. Journal of Child Neurology. 22 (5_suppl), 9S-13S (2007).
  7. Löscher, W. Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs. Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).
  8. Jones, R. S., da Silva, A. B., Whittaker, R. G., Woodhall, G. L., Cunningham, M. O. Human brain slices for epilepsy research: Pitfalls, solutions and future challenges. Journal of Neuroscience Methods. 260, 221-232 (2016).
  9. Castel-Branco, M., Alves, G., Figueiredo, I., Falcão, A., Caramona, M. The maximal electroshock seizure (MES) model in the preclinical assessment of potential new antiepileptic drugs. Methods and Findings in Experimental and Clinical Pharmacology. 31 (2), 101-106 (2009).
  10. Wendling, F., Bartolomei, F., Modolo, J., Pitkänen, A., Buckmaster, P., Galanopoulou, A. S., Moshé, S. Neocortical/Thalamic In Silico Models of Seizures and Epilepsy. Models of Seizures and Epilepsy. , 233-246 (2017).
  11. Cocchi, L., Gollo, L. L., Zalesky, A., Breakspear, M. Criticality in the brain: A synthesis of neurobiology, models and cognition. Progress in Neurobiology. 158, 132-152 (2017).
  12. Xue, M., Atallah, B. V., Scanziani, M. Equalizing excitation-inhibition ratios across visual cortical neurons. Nature. 511 (7511), 596-600 (2014).
  13. Engel, J. . Seizures and epilepsy. , (2013).
  14. Panuccio, G., Curia, G., Colosimo, A., Cruccu, G., Avoli, M. Epileptiform synchronization in the cingulate cortex. Epilepsia. 50 (3), 521-536 (2009).
  15. Avoli, M., de Curtis, M. GABAergic synchronization in the limbic system and its role in the generation of epileptiform activity. Progress in Neurobiology. 95 (2), 104-132 (2011).
  16. Chang, M., et al. Brief activation of GABAergic interneurons initiates the transition to ictal events through post-inhibitory rebound excitation. Neurobiology of Disease. 109, 102-116 (2018).
  17. Jiruska, P., et al. High-frequency network activity, global increase in neuronal activity, and synchrony expansion precede epileptic seizures in vitro. The Journal of Neuroscience. 30 (16), 5690-5701 (2010).
  18. Jirsa, V. K., Stacey, W. C., Quilichini, P. P., Ivanov, A. I., Bernard, C. On the nature of seizure dynamics. Brain. 137 (Pt 8), 2210-2230 (2014).
  19. Colbert, C. M. Preparation of cortical brain slices for electrophysiological recording. Ion Channels: Methods and Protocols. 337, 117-125 (2006).
  20. Li, H., Prince, D. A. Synaptic activity in chronically injured, epileptogenic sensory-motor neocortex. Journal of Neurophysiology. 88 (1), 2-12 (2002).
  21. Köhling, R., Avoli, M. Methodological approaches to exploring epileptic disorders in the human brain in vitro. Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 1-19 (2006).
  22. Mostany, R., Portera-Cailliau, C. A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging. Journal of Visualized Experiments. (12), e680 (2008).
  23. Ritter, L. M., et al. WONOEP appraisal: optogenetic tools to suppress seizures and explore the mechanisms of epileptogenesis. Epilepsia. 55 (11), 1693-1702 (2014).
  24. Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).
  25. Arenkiel, B. R., et al. In vivo light-induced activation of neural circuitry in transgenic mice expressing channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  26. Heinemann, U., Pitkänen, A., Buckmaster, P., Galanopoulou, A. S., Moshé, S., et al. Brain slices from human resected tissue. Models of Seizures and Epilepsy. , 285-299 (2017).
  27. Florez, C., et al. In vitro recordings of human neocortical oscillations. Cerebral Cortex. 25 (3), 578-597 (2015).
  28. Lein, P. J., Barnhart, C. D., Pessah, I. N. Acute hippocampal slice preparation and hippocampal slice cultures. Methods in Molecular Biology. , 115-134 (2011).
  29. Haas, H. L., Schaerer, B., Vosmansky, M. A simple perfusion chamber for the study of nervous tissue slices in vitro. Journal of Neuroscience Methods. 1 (4), 323-325 (1979).
  30. Poulton, T. J., Ellingson, R. J. Seizure associated with induction of anesthesia with isoflurane. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 61 (4), 471-476 (1984).
  31. Borris, D. J., Bertram, E. H., Kapur, J. Ketamine controls prolonged status epilepticus. Epilepsy Research. 42 (2-3), 117-122 (2000).
  32. DeFelipe, J., Alonso-Nanclares, L., Arellano, J. I. Microstructure of the neocortex: comparative aspects. Journal of Neurocytology. 31 (3-5), 299-316 (2002).
  33. Velasco, A. L., Wilson, C. L., Babb, T. L., Engel, J. Functional and anatomic correlates of two frequently observed temporal lobe seizure-onset patterns. Neural Plasticity. 7 (1-2), 49-63 (2000).
  34. Vlachos, A., Reddy-Alla, S., Papadopoulos, T., Deller, T., Betz, H. Homeostatic regulation of gephyrin scaffolds and synaptic strength at mature hippocampal GABAergic postsynapses. Cerebral Cortex. 23 (11), 2700-2711 (2012).
  35. Kirmse, K., et al. GABA depolarizes immature neurons and inhibits network activity in the neonatal neocortex in vivo. Nature Communications. 6, 7750 (2015).
  36. Stein, V., Hermans-Borgmeyer, I., Jentsch, T. J., Hübner, C. A. Expression of the KCl cotransporter KCC2 parallels neuronal maturation and the emergence of low intracellular chloride. Journal of Comparative Neurology. 468 (1), 57-64 (2004).
  37. Wong, B. Y., Prince, D. A. The lateral spread of ictal discharges in neocortical brain slices. Epilepsy Research. 7 (1), 29-39 (1990).
  38. Trevelyan, A. J., Sussillo, D., Watson, B. O., Yuste, R. Modular propagation of epileptiform activity: evidence for an inhibitory veto in neocortex. Journal of Neuroscience. 26 (48), 12447-12455 (2006).
  39. Brahma, B., Forman, R., Stewart, E., Nicholson, C., Rice, M. Ascorbate inhibits edema in brain slices. Journal of Neurochemistry. 74 (3), 1263-1270 (2000).
  40. MacGregor, D. G., Chesler, M., Rice, M. E. HEPES prevents edema in rat brain slices. Neuroscience Letters. 303 (3), 141-144 (2001).
  41. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G., Martina, M., Taverna, S. Acute brain slice methods for adult and aging animals: Application of targeted patch clamp analysis and optogenetics. Patch-clamp Methods and Protocols. , 221-242 (2014).
  42. Swartzwelder, H. S., Lewis, D., Anderson, W., Wilson, W. Seizure-like events in brain slices: suppression by interictal activity. Brain Research. 410 (2), 362-366 (1987).
  43. Lees, G., Stöhr, T., Errington, A. C. Stereoselective effects of the novel anticonvulsant lacosamide against 4-AP induced epileptiform activity in rat visual cortex in vitro. Neuropharmacology. 50 (1), 98-110 (2006).
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Citer Cet Article
Chang, M., Dufour, S., Carlen, P. L., Valiante, T. A. Generation and On-Demand Initiation of Acute Ictal Activity in Rodent and Human Tissue. J. Vis. Exp. (143), e57952, doi:10.3791/57952 (2019).

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