Summary

成人斑马鱼损伤模型研究泼尼松对再生骨组织的影响

Published: October 18, 2018
doi:

Summary

在这里, 我们描述了3成人斑马鱼损伤模型及其与免疫抑制药物治疗的联合使用。我们为再生组织的成像和在其中检测骨矿化提供指导。

Abstract

斑马鱼能够在截肢后再生各种器官, 包括附属物 (鳍)。这涉及到骨头的再生, 这重生在受伤后大约两周内。此外, 斑马鱼能够在颅骨钻孔引流后迅速愈合骨骼, 修复可以很容易地引入斑马鱼骨鳍射线的骨折。这些损伤分析是测试药物对快速形成骨的作用的可行实验范式。在这里, 我们描述了这3损伤模型的使用和他们联合使用与系统性糖皮质激素治疗, 这会发挥骨抑制和免疫抑制作用。我们提供了如何准备成人斑马鱼免疫抑制剂治疗的工作流程, 说明了如何执行翅片截肢、颅骨骨钻孔引流和翅片骨折, 并描述了糖皮质激素的使用如何影响骨形成成骨细胞和单细胞/巨细胞谱系作为先天免疫的一部分在骨组织。

Introduction

斑马鱼是研究脊椎动物发育和疾病的强大动物模型。这是由于他们是小动物, 繁殖得非常好, 并且他们的基因组是完全排序和服从操作1。其他优势包括在不同阶段执行持续实时成像的选项, 包括成人斑马鱼2活体成像, 以及在斑马鱼幼虫3中执行高通量药物筛查的能力。此外, 斑马鱼在包括骨骼在内的各种器官和组织中具有很高的再生能力, 因而成为研究骨骼疾病和修复45的有用系统。

糖皮质激素引起的骨质疏松症是一种由糖皮质激素长期治疗导致的疾病, 例如哮喘或类风湿性关节炎等自身免疫疾病治疗过程。在大约30% 的糖皮质激素治疗患者中发展, 并代表一个主要的健康问题6;因此, 深入研究免疫抑制对骨组织的影响是非常重要的。近年来, 开发了各种斑马鱼模型来处理其发病机制。糖皮质激素介导的骨丢失已被诱导在斑马鱼幼虫, 例如, 导致反作用化合物的鉴定增加在药物屏幕7的骨量。此外, 在斑马鱼鳞片的体外体内8,9, 糖皮质激素诱导的骨抑制作用被模仿。这些检测是非常令人信服的方法, 特别是当它涉及到识别新的免疫抑制剂和骨合成代谢药物。然而, 他们只是部分考虑到内骨骼, 并没有在再生环境中执行。因此, 他们不允许调查糖皮质激素介导的作用在成人, 再生骨形成的快速模式。

在这里, 我们提出了一个协议, 使研究人员能够研究糖皮质激素介导的对成人斑马鱼骨骼再生的影响。损伤模型包括斑马鱼尾鳍的部分截肢, 头骨的钻孔引流, 以及翅片射线骨折的创建 (图 1A-1C), 并结合糖皮质激素暴露通过孵化 (图1E).我们最近使用了本协议的一部分来描述暴露于泼尼松 (通常规定的皮质类固醇药物之一) 对成人斑马鱼再生鳍和颅骨骨10的后果。在斑马鱼中, 泼尼松在单核细胞/巨噬细胞谱系10中导致成骨细胞增殖减少、成骨细胞分化不完全和细胞凋亡快速诱导。在本议定书中, 我们还描述了如何将骨折引入单个骨翅片11, 因为这种方法在研究骨折修复过程中的糖皮质激素介导的影响时可能很有用。这里介绍的方法将有助于进一步解决在快速再生的骨骼中的糖皮质激素作用的基本机制, 也可能被用于在斑马鱼组织再生的背景下系统药物管理的其他设置。

Protocol

此处描述的所有方法均由德累斯顿 Landesdirektion 批准 (允许编号: az 24 d-9168.11-1/2008-1, az 24-9168.11-1/2011-52, az 24-9168.11-1/2013-5, az 24-9168.11-1/2013-14, az DD24.1-5131/354/87)。 1. 材料和解决方案的准备 注: 泼尼松, 像其他糖皮质激素, 导致免疫抑制。因此, 必须采取预防措施, 以防止在实验过程中被处理的动物感染。为此, 在开始实验之前, 热压罐玻璃器皿和 “鱼水” (即</em…

Representative Results

本协议在斑马鱼鳍和颅骨10、11、16的再生过程中反复使用, 以诱导快速骨形成。结合泼尼松的方法, 研究了泼尼松在骨再生中的作用。例如, 可以对再生过程中的骨形成和成矿作用进行研究。泼尼松, 作为其他糖皮质激素19,20, 导致全面抑制鳍再生, 包括骨形成, …

Discussion

斑马鱼在骨骼研究中被证明是有用的在许多方面。所选突变体模仿人类疾病的某些方面, 如成骨不全症或骨关节炎2324252627和幼虫以及鳞片被用来在小分子筛中识别骨合成代谢化合物7,28,29。在临床…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

这项研究得到了德累斯顿再生疗法中心 (“斑马鱼作为一种模型来解开糖皮质激素引起的骨质流失的机制”) 的资助, 另外还获得了德意志科技 (Transregio 67, 项目387653785) 至 FK。我们非常感谢1月卡斯林和 Avinash Chekuru 为他们的指导和协助钻孔引流 calvariae 和骨折的骨鳍射线。实验由 KG 和 FK 设计、执行和分析。FK 写了手稿。我们还要感谢卡瑞安兰伯特, 妮可 Cudak, 和其他成员的钮和品牌实验室的技术援助和讨论。我们也感谢玛丽卡费舍尔和依奇塔·福勒·弗兰科娃米希林为优秀的鱼护理和亨利埃特瞪大钮和乔希为校对手稿。

Materials

Prednisolone Sigma-Aldrich P6004
Dimethylsulfoxid (DMSO) Sigma-Aldrich D8418
Ethyl-3-aminobenzoate methanesulfonate (MS-222) Sigma-Aldrich A5040
Blunt forceps Aesculap BD027R
Fine forceps Dumont 91150-20
Scalpel Braun 5518059
Agarose Biozym 840004
Injection needle (0.3×13 mm) BD Beckton Dickinson 30400
Micro drill Cell Point Scientific 67-1000 distributed e.g. by Harvard Apparatus
Steel burrs (0.5 µm diameter) Fine Science tools 19007-05
Artemia ssp. Sanders 425GR
Pasteur pipette (plastic, Pastette) Alpha Labs LW4111
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich 158127
Alizarin red S powder Sigma-Aldrich A5533
Alcian blue 8 GX Sigma-Aldrich A5268
Calcein Sigma-Aldrich C0875
Trypsin Sigma-Aldrich T7409
Stereomicroscope Leica MZ16 FA with QIMAGING RETIGA-SRV camera
Stereomicroscope Olympus MVX10 with Olympus DP71 or DP80 camera

References

  1. Westerfield, M. . The Zebrafish Book. A Guide for The Laboratory Use of Zebrafish (Danio rerio). 385, (2000).
  2. Xu, C., Volkery, S., Siekmann, A. F. Intubation-based anesthesia for long-term time-lapse imaging of adult zebrafish. Nature Protocols. 10 (12), 2064-2073 (2015).
  3. Kaufman, C. K., White, R. M., Zon, L. Chemical genetic screening in the zebrafish embryo. Nature Protocols. 4 (10), 1422-1432 (2009).
  4. Paul, S., Crump, J. G. Lessons on skeletal cell plasticity from studying jawbone regeneration in zebrafish. Bonekey Reports. 5, 853 (2016).
  5. Witten, P. E., Harris, M. P., Huysseune, A., Winkler, C. Small teleost fish provide new insights into human skeletal diseases. Methods in Cell Biology. 138, 321-346 (2017).
  6. den Uyl, D., Bultink, I. E., Lems, W. F. Advances in glucocorticoid-induced osteoporosis. Current Rheumatology Reports. 13 (3), 233-240 (2011).
  7. Barrett, R., Chappell, C., Quick, M., Fleming, A. A rapid, high content, in vivo model of glucocorticoid-induced osteoporosis. Biotechnology Journal. 1 (6), 651-655 (2006).
  8. de Vrieze, E., et al. Prednisolone induces osteoporosis-like phenotype in regenerating zebrafish scales. Osteoporosis International. 25 (2), 567-578 (2014).
  9. Pasqualetti, S., Congiu, T., Banfi, G., Mariotti, M. Alendronate rescued osteoporotic phenotype in a model of glucocorticoid-induced osteoporosis in adult zebrafish scale. International Journal Of Experimental Pathology. 96 (1), 11-20 (2015).
  10. Geurtzen, K., et al. Immune Suppressive and Bone Inhibitory Effects of Prednisolone in Growing and Regenerating Zebrafish Tissues. Journal of Bone and Mineral Research. , (2017).
  11. Geurtzen, K., et al. Mature osteoblasts dedifferentiate in response to traumatic bone injury in the zebrafish fin and skull. Development. 141 (11), 2225-2234 (2014).
  12. Matthews, M., Varga, Z. M. Anesthesia and euthanasia in zebrafish. Institute of Laboratory Animal Resources Journal. 53 (2), 192-204 (2012).
  13. Lee, Y., Grill, S., Sanchez, A., Murphy-Ryan, M., Poss, K. D. Fgf signaling instructs position-dependent growth rate during zebrafish fin regeneration. Development. 132, 5173-5183 (2005).
  14. Hirasawa, T., Kuratani, S. Evolution of the vertebrate skeleton: morphology, embryology, and development. Zoological Letters. 1, 2 (2015).
  15. Kaslin, J., Kroehne, V., Ganz, J., Hans, S., Brand, M. Distinct roles of neuroepithelial-like and radial glia-like progenitor cells in cerebellar regeneration. Development. 144 (8), 1462-1471 (2017).
  16. Knopf, F., et al. Regenerates via Dedifferentiation of Osteoblasts in the Zebrafish Fin. Developmental Cell. 20 (5), 713-724 (2011).
  17. van Eeden, F. J., et al. Mutations affecting somite formation and patterning in the zebrafish, Danio rerio. Development. 123, 153-164 (1996).
  18. Walker, M. B., Kimmel, C. B. A two-color acid-free cartilage and bone stain for zebrafish larvae. Biotechnic & Histochemistry. 82 (1), 23-28 (2007).
  19. Kyritsis, N., et al. Acute inflammation initiates the regenerative response in the adult zebrafish brain. Science. 338 (6112), 1353-1356 (2012).
  20. Oppedal, D., Goldsmith, M. I. A chemical screen to identify novel inhibitors of fin regeneration in zebrafish. Zebrafish. 7 (1), 53-60 (2010).
  21. Ellett, F., Pase, L., Hayman, J. W., Andrianopoulos, A., Lieschke, G. J. mpeg1 promoter transgenes direct macrophage-lineage expression in zebrafish. Blood. 117 (4), e49-e56 (2011).
  22. Spoorendonk, K. M., et al. Retinoic acid and Cyp26b1 are critical regulators of osteogenesis in the axial skeleton. Development. 135 (22), 3765-3774 (2008).
  23. Gioia, R., et al. The chaperone activity of 4PBA ameliorates the skeletal phenotype of Chihuahua, a zebrafish model for dominant osteogenesis imperfecta. Human Molecular Genetics. 26 (15), 2897-2911 (2017).
  24. Fiedler, I. A. K., et al. Severely impaired bone material quality in Chihuahua zebrafish resembles classical dominant human osteogenesis imperfecta. Journal of Bone and Mineral Research. , (2018).
  25. Fisher, S., Jagadeeswaran, P., Halpern, M. E. Radiographic analysis of zebrafish skeletal defects. Biologie du développement. 264 (1), 64-76 (2003).
  26. Hayes, A. J., et al. Spinal deformity in aged zebrafish is accompanied by degenerative changes to their vertebrae that resemble osteoarthritis. PLoS One. 8 (9), e75787 (2013).
  27. Mitchell, R. E., et al. New tools for studying osteoarthritis genetics in zebrafish. Osteoarthritis Cartilage. 21 (2), 269-278 (2013).
  28. Fleming, A., Sato, M., Goldsmith, P. High-throughput in vivo screening for bone anabolic compounds with zebrafish. Journal of Biomolecular Screening. 10 (8), 823-831 (2005).
  29. de Vrieze, E., Zethof, J., Schulte-Merker, S., Flik, G., Metz, J. R. Identification of novel osteogenic compounds by an ex vivo sp7:luciferase zebrafish scale assay. Bone. 74, 106-113 (2015).
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Citer Cet Article
Geurtzen, K., Knopf, F. Adult Zebrafish Injury Models to Study the Effects of Prednisolone in Regenerating Bone Tissue. J. Vis. Exp. (140), e58429, doi:10.3791/58429 (2018).

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