Processo di stampaggio basati su bagnato-filatura di gelatina per la rigenerazione tissutale
Summary
Abbiamo sviluppato e descrivere un protocollo basato sul concetto di filatura bagnata, per la realizzazione di biomateriali basati su gelatina utilizzata per l’applicazione dell’ingegneria tissutale.
Abstract
Questo articolo presenta un metodo economico per fabbricare gelatina, come un polimero naturale, in fibre monofilamento o altre forme appropriate. Attraverso sul bagnato metodo di filatura, fibre di gelatina sono prodotte per estrusione liscia in un mezzo adatto coagulazione. Per aumentare la superficie funzionale di queste fibre di gelatina e la loro capacità di imitare le caratteristiche dei tessuti, la gelatina può essere modellato in una forma di tubo facendo riferimento a questo concetto. Esaminato dai test in vitro e in vivo, i tubi di gelatina dimostrano un grande potenziale per l’applicazione nell’ingegneria tissutale. Agendo come un materiale di riempimento adatto gap, gelatina tubi possono essere utilizzati per sostituire il tessuto nella zona danneggiata (ad esempio, nel sistema nervoso o cardiovascolare), nonché per promuovere la rigenerazione fornendo una sostituzione diretta delle cellule staminali e circuiti neurali. Questo protocollo fornisce una procedura dettagliata per la creazione di un biomateriale basato su un polimero naturale, e la sua attuazione è previsto per lo sviluppo del correlativi polimeri naturali, che aiutano a realizzare strategie di rivitalizzazione del tessuto di grande beneficio.
Introduction
L’ultimo sviluppo nella rigenerazione del tessuto comporta l’applicazione dell’ingegneria tissutale, che rappresenta una sfida per il miglioramento di nuove strategie terapeutiche nei trattamenti medici. Ad esempio, il limitato potenziale di rigenerazione del sistema nervoso, seguenti lesioni o malattia, pone un problema significativo per la salute in tutto il mondo. A causa della complessità dei processi fisiopatologici associati con il sistema nervoso, l’uso di autoinnesto tradizionale o l’esecuzione di chirurgia di stabilizzazione ha dimostrato di offrire benefici in esiti funzionali, ma non ci è prova forte per gli effetti della fissazione spinale Chirurgia1,2. Il tessuto presso l’area danneggiata è perso e sostituito con hypertrophically indotto astrociti3, alla fine formano un denso cicatrice gliale4,5. Questa matrice agisce come una barriera che blocchi il recupero del nervo funzione6,7 ed è, quindi, ostacola notevolmente rigenerazione. Pertanto, si prevede un materiale di divario di riempimento adatto per prevenire la perdita di tessuto e ridurre la formazione di cicatrice-collegato del tessuto connettivo, mantenendo l’integrità della zona danneggiata, nonché offrendo la sostituzione diretta delle cellule neurali e circuiti per promuovere la rigenerazione dell’assone.
Biomateriali polimerici sono state preferite come scaffold per la terapia di rigenerazione del tessuto, sulla base del regolamento della cella o dell’assone comportamento e tessuto progressione attraverso il sostegno naturale della matrice extracellulare (ECM). Il formato della fibra è comunemente considerato come un blocco di costruzione per vari materiali, a causa della sua struttura unidimensionale8. Le fibre si ottengono generalmente dei melt estrusione o wet spinning metodo; Tuttavia, le grandi dimensioni e il costo dell’apparecchiatura e la difficoltà di eseguire questi metodi sono impegnativi. Inoltre, la maggior parte del lavoro relazionato a fibre di polimeri è stata concentrata su materiali sintetici o compositi. Polimeri naturali come fonte di biomateriale offrono migliori proprietà di biocompatibilità per il corpo umano. Tuttavia, per ottenere l’allineamento delle fibre di polimeri naturali è relativamente più difficile che di polimero sintetico fonti9. Quindi, la conversione di un polimero naturale come una ricca fonte di proteine in fibre di biomateriale è una strategia importante — non solo possono essere direttamente le fibre di biomateriale isolato dalla materia, evitando così una trasformazione inutile ai monomeri, ma la fibre di proteine hanno anche un bell’aspetto e caratteristiche favorevoli10.
A questo proposito, descriviamo un metodo di trattamento economico per la produzione di fibre di polimeri naturali attraverso il concetto di base della filatura bagnata, che può essere implementata su scala di laboratorio per l’ingegneria tissutale. Filatura bagnata avviene mediante estrusione e la coagulazione di una soluzione di polimero in un nonsolvent di polimero adatto. Una soluzione appropriata, viscosa drogata nel mezzo di coagulazione provoca le molecole di polimero a dissolversi. Attraverso la transizione di fase, i filamenti quindi perdono la loro solubilità e sono precipitati sotto forma di un polimero solido fase11. Riferendosi a questo concetto, abbiamo quindi ampliato lo sviluppo della gelatina in forma tubo tramite un processo di stampaggio, che è considerato adeguato per l’applicazione di rigenerazione del tessuto. Inoltre, intrinsecamente, possiamo anche sviluppare qualsiasi forma di materiale dalle fibre di gelatina (ad es., condotto di gelatina arrotolato da parecchie fibre di gelatina), per altre applicazioni desiderate.
Gelatina, un polimero naturale biodegradabile, è formata da collagene denaturato ed idrolizzato, compreso qualsiasi stato semicristalline, amorfo o Tripla elicoidale di collagene12. È ben noto che il collagene è la proteina strutturale essenziale in tutti i tessuti connettivi di vertebrati e invertebrati13,14, che è simile alla struttura di proteina della ECM principale che induce la crescita del nervo e, contemporaneamente, sostituisce una grande quantità di glicosaminoglicani secernuta durante lesioni del midollo spinale. Pertanto, l’utilizzo della gelatina come fonte sarebbe un’ottima scelta per qualsiasi veicolo di intervento medico. Oltre ad essere una fonte economica, la gelatina è anche biodegradabile e citocompatibili e clinicamente dimostrato di essere un temporaneo difetto filler15. Sviluppato in una forma di tubo,, test in vitro e in vivo, descritti qui dimostrano che la gelatina ha un’eccellente biocompatibilità e idoneità per future applicazioni di tessuto. Coltivate con cellule staminali adipose umane, tubi di gelatina migliorano differenziamento in cellule progenitrici neurali utilizzando la macchiatura positiva nestina come un indicatore delle cellule neurali. Inoltre, la gelatina come materiale di riempimento gap, come prodotto dal metodo stabilito in questo studio, è previsto di essere gestibile e sicuro e di grande beneficio ingegneri di tessuto che stanno attualmente sviluppando correlativi polimeri naturali per la valorizzazione del tessuto strategie di rivitalizzazione.
Protocol
Representative Results
Discussion
Abbiamo presentato lo sviluppo di biomateriali a base di gelatina utilizzando un semplice wet spinning tecnica può essere applicata nello studio dei polimeri naturali per la rigenerazione tissutale. Questo lavoro ha dimostrato la possibilità di fabbricazione di gelatina come fonte proteica grande senza l’aggiunta di altre fonti, con l’obiettivo di ottimizzare le proprietà della gelatina stessa. Lo sviluppo di biomateriali a base di gelatina è stato interamente effettuato a temperatura ambiente (22-26 ° C). Una prepa…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Questo studio è stato sostenuto dal Ministero della difesa nazionale (MAB-105-070; MAB-106-077; MAB-107-032; MAB-107-065), il Ministero della scienza e della tecnologia (la maggior parte 107-2320-B016-016), Tri-Service General Hospital, la Nazionale Difesa centro medico, Taiwan (TSGH-C106-046; TSGH-C106-115; TSGH-C107-041) e Cheng-Hsin General Hospital e centro medico della difesa nazionale cooperazione (CH-NDMC-107-8).
Materials
| Solution preparation: | |||
| Gelatin type B (porcine) | Ferak | Art. -Nr. 10733 | 500 g vial |
| Wet spinning process: | |||
| Peristaltic pump | Gilson | Model M312 | Minipuls*3 |
| Plastic tube connector | World Precision Instruments | 14011 | 1 box |
| Syringe | Sterican | 5A06258541 | 26Gx1/2"(0.45 x 12mm) |
| Acetone | Ferak | Art. -Nr. 00010 | 2.5 L vial |
| Polycaprolactone CAPA 6500 | Perstorp | 24980-41-4 | – |
| Dichloromethane | Scharlau | CL03421000 | 1 L vial |
| Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20A | – |
| Hemostat | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
| Peripheral venous catheter (Introcan Certo) | B. Braun | 1B03258241 | 24Gx3/4"(0.7 x 19mm) |
| Morphology of the gelatin tube: | |||
| Ion sputter coater machine | Hitachi | e1010 | – |
| Scanning electron microscopy | Hitachi | S-3000N | – |
| Cultivation of cells on the gelatin tube: | |||
| Trypsin-EDTA | Gibco | 488625 | 100 mL vial |
| Fetal bovine serum | Gibco | 923119 | 500 mL vial |
| Dulbecco's modified Eagle's medium | Gibco | 31600-034 | Powder |
| Keratinocyte-SFM medium | Gibco | 10744-019 | 500 mL vial |
| T25 culture flask | TPP | 90025 | VENT type |
| 6-well plate | Falcon | 1209938 | – |
| Immunocytochemistry: | |||
| Phospate-buffered saline | Gibco | 654471 | 500 mL vial |
| Acetic acid glacial | Ferak | Art. -Nr. 00697 | 500 mL vial |
| NP-40 surfactant (Tergitol solution) | Sigma | 056K0151 | 500 mL vial |
| Normal goat serum | Vector Laboratories | S-1000-20 | 20 mL vial, concentrate |
| Nestin (primary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-23927 | – |
| Donkey anti-mouse-fluorescein isothiocyanate (secondary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-2099 | – |
| Hoechst 33342 | Anaspec | AS-83218 | 5 mL vial |
| In vivo biocompatibility test: | |||
| Tiletamine+zolazepam | Virbac | BC91 | 5 mL vial |
| Xylazine | Bayer korea | KR03227 | 10 mL vial |
| Ketoprofen | Astar | 1406232 | 2 mL vial |
| Povidone-iodine solution | Everstar | HA161202 | 4 L barrel |
| Cefazolin | China Chemical & Pharmaceutical | 18P909 | 1 g vial |
| Scalpel blade | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
| Surgical scissor | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
References
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