Proceso de moldeo basada en mojado-spinning de gelatina para la regeneración de los tejidos
Summary
Desarrollamos y describir un protocolo basado en el concepto de hilatura húmeda, para la construcción de la base de gelatina de biomateriales utilizados para la aplicación de la ingeniería de tejidos.
Abstract
Este artículo presenta un método barato para fabricar gelatina, como un polímero natural, en fibras de monofilamento o en otras formas apropiadas. A través de la humedad método de giro, las fibras de la gelatina son producidas por extrusión suave en medio de una coagulación adecuada. Para aumentar la superficie funcional de esas fibras de gelatina y su capacidad para imitar las características de los tejidos, la gelatina puede ser moldeada en forma de tubo haciendo referencia a este concepto. Examinado por pruebas in vitro e in vivo, los tubos de gelatina demuestran un gran potencial para su aplicación en la ingeniería de tejidos. Actuando como un material de relleno adecuado brecha, gelatina de tubos pueden ser utilizados para sustituir el tejido en el área dañada (por ejemplo, en el sistema nervioso o cardiovascular), así como para promover la regeneración al proporcionar una sustitución directa de las células madre y los circuitos neuronales. Este protocolo proporciona un procedimiento detallado para la creación de un biomaterial basado en un polímero natural, y se espera que su aplicación beneficiaría enormemente el desarrollo de polímeros naturales correlativos, que ayudan a realizar estrategias de regeneración de tejido.
Introduction
El último desarrollo en regeneración de tejidos consiste en la aplicación de la ingeniería del tejido fino, que representa un desafío para la mejora de nuevas estrategias terapéuticas en tratamientos médicos. Por ejemplo, el limitado potencial de regeneración del sistema nervioso, lesiones o enfermedad, siguientes plantea un importante problema de salud en todo el mundo. Debido a la complejidad de los procesos patofisiológicos asociados con el sistema nervioso, el uso de autoinjerto tradicional o la aplicación de la cirugía de estabilización ha demostrado ofrecer beneficios en los resultados funcionales, pero no existe evidencia fuerte de los efectos de la fijación espinal cirugía1,2. El tejido en el área dañada es perdido y sustituido por astrocitos hypertrophically inducido3, eventual formando una densa cicatriz glial4,5. Esta matriz actúa como una barrera que bloquea la recuperación del nervio funcionan6,7 y es, así, enormemente obstaculiza la regeneración. Por lo tanto, se espera que un material de relleno adecuado espacio para prevenir la pérdida de tejido y reducir la formación de tejido conectivo asociado a cicatriz manteniendo la integridad de la zona dañada, así como al proporcionar el reemplazo directo de las células neuronales y circuito para promover la regeneración del axón.
Biomateriales poliméricos han preferido como andamios para la terapia de regeneración de tejido, basado en la regulación de la progresión de comportamiento y tejido celular o axón a través del apoyo natural matriz extracelular (ECM). El formato de la fibra se considera comúnmente como un bloque de construcción para los varios materiales, debido a su estructura unidimensional8. Las fibras pueden obtenerse generalmente por extrusión de derretimiento o mojado spinning método; sin embargo, el gran tamaño y costo de los equipos y la dificultad para llevar a cabo estos métodos son difíciles. Además, la mayoría de los trabajos relacionados con fibras de polímero se ha centrado en materiales sintéticos o compuestos. Polímeros naturales como fuente de biomateriales ofrecen mejores propiedades de biocompatibilidad para el cuerpo humano. Sin embargo obtener la alineación de las fibras de polímero natural es relativamente más difícil que de polímero sintético fuentes9. Por lo tanto, la conversión de un polímero natural como una fuente rica de proteína en las fibras del biomaterial es una estrategia importante, no sólo las fibras del biomaterial se pueden directamente aislada desde la materia prima, evitando una innecesaria transformación en monómeros, pero la fibras de proteína también tienen un buen aspecto y características favorables10.
En este sentido, se describe un método de tratamiento barato para la fabricación de fibras de polímero natural a través del concepto básico de la hilatura húmeda, que puede ser implementada en la escala de laboratorio para ingeniería de tejidos. Hilado húmedo se realiza en la extrusión y coagulación de una solución de polímero en un nonsolvent de polímero adecuado. Una solución apropiada, viscosa dopada en medio de la coagulación hace que las moléculas del polímero a disolver. A través de la transición de fase, los filamentos entonces pierden su solubilidad y se precipitan en forma de un polímero sólido fase11. Refiriéndose a este concepto, expanden el desarrollo de la gelatina en forma de tubo por un proceso de moldeo, que se considera adecuado para la aplicación de la regeneración de tejido. Además, intrínsecamente, nosotros puede también desarrollar alguna forma de material de fibras de gelatina (por ejemplo, conducto de gelatina enrollada de varias fibras de gelatina), el otro desea aplicaciones.
Gelatina, un polímero natural biodegradable, está formada de colágeno hidrolizado y desnaturalizado, incluyendo cualquier estado helicoidal triple, amorfo o semicristalino de colágeno12. Es bien sabido que el colágeno es la proteína estructural esencial en todos los tejidos conectivos de los vertebrados e invertebrados13,14, que es similar a la estructura de las proteínas de la ECM principal que induce el crecimiento del nervio y, al mismo tiempo, reemplaza una gran cantidad de glycosaminoglycan secretada durante las lesiones de la médula espinal. Por lo tanto, el uso de gelatina como una fuente sería una gran opción para cualquier vehículo médico. Además de ser una fuente barata, la gelatina también es biodegradable y cytocompatible y clínicamente probados ser un temporal defecto relleno15. Desarrollado en forma de tubo, descritas aquí las pruebas in vitro e in vivo demuestran que la gelatina tiene una excelente biocompatibilidad y conveniencia para futuros usos de la ingeniería del tejido. Cultivados con células madre adiposas humanas, tubos de gelatina mejoran diferenciación celular en las células progenitoras neurales utilizando tinción nestina positivas como un marcador de células neuronales. Además, gelatina como material de terraplenado gap, como producidos por el método establecido en el presente estudio, se espera que sea manejable y segura y de gran beneficio para ingenieros de tejido que actualmente están desarrollando polímeros naturales correlativos para el fortalecimiento del tejido estrategias de regeneración.
Protocol
Representative Results
Discussion
Presentamos el desarrollo de biomateriales basados en gelatina usando un simple mojado spinning técnica que puede ser aplicado en el estudio de polímeros naturales para regeneración de tejidos. Este trabajo demostró la posibilidad de fabricación de la gelatina como una fuente de proteína grandes sin la adición de otras fuentes, con el objetivo de optimizar las propiedades de la gelatina sí mismo. El desarrollo de biomateriales basados en gelatina se realizó enteramente en temperatura ambiente (22-26 ° C). Prepa…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Este estudio fue apoyado por el Ministerio de la defensa nacional (MAB-105-070; MAB-106-077; MAB-107-032; MAB-107-065), el Ministerio de ciencia y tecnología (la mayoría 107-2320-B016-016), Tri-Service General Hospital, nacional de la defensa centro médico, Taiwán (TSGH-C106-046; TSGH-C106-115; TSGH-C107-041) y Hospital General Cheng Hsin y centro médico de nacional defensa cooperación (CH-NDMC-107-8).
Materials
| Solution preparation: | |||
| Gelatin type B (porcine) | Ferak | Art. -Nr. 10733 | 500 g vial |
| Wet spinning process: | |||
| Peristaltic pump | Gilson | Model M312 | Minipuls*3 |
| Plastic tube connector | World Precision Instruments | 14011 | 1 box |
| Syringe | Sterican | 5A06258541 | 26Gx1/2"(0.45 x 12mm) |
| Acetone | Ferak | Art. -Nr. 00010 | 2.5 L vial |
| Polycaprolactone CAPA 6500 | Perstorp | 24980-41-4 | – |
| Dichloromethane | Scharlau | CL03421000 | 1 L vial |
| Glass Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-20A | – |
| Hemostat | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
| Peripheral venous catheter (Introcan Certo) | B. Braun | 1B03258241 | 24Gx3/4"(0.7 x 19mm) |
| Morphology of the gelatin tube: | |||
| Ion sputter coater machine | Hitachi | e1010 | – |
| Scanning electron microscopy | Hitachi | S-3000N | – |
| Cultivation of cells on the gelatin tube: | |||
| Trypsin-EDTA | Gibco | 488625 | 100 mL vial |
| Fetal bovine serum | Gibco | 923119 | 500 mL vial |
| Dulbecco's modified Eagle's medium | Gibco | 31600-034 | Powder |
| Keratinocyte-SFM medium | Gibco | 10744-019 | 500 mL vial |
| T25 culture flask | TPP | 90025 | VENT type |
| 6-well plate | Falcon | 1209938 | – |
| Immunocytochemistry: | |||
| Phospate-buffered saline | Gibco | 654471 | 500 mL vial |
| Acetic acid glacial | Ferak | Art. -Nr. 00697 | 500 mL vial |
| NP-40 surfactant (Tergitol solution) | Sigma | 056K0151 | 500 mL vial |
| Normal goat serum | Vector Laboratories | S-1000-20 | 20 mL vial, concentrate |
| Nestin (primary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-23927 | – |
| Donkey anti-mouse-fluorescein isothiocyanate (secondary antibody) | Santa Cruz Biotechnology | SC-2099 | – |
| Hoechst 33342 | Anaspec | AS-83218 | 5 mL vial |
| In vivo biocompatibility test: | |||
| Tiletamine+zolazepam | Virbac | BC91 | 5 mL vial |
| Xylazine | Bayer korea | KR03227 | 10 mL vial |
| Ketoprofen | Astar | 1406232 | 2 mL vial |
| Povidone-iodine solution | Everstar | HA161202 | 4 L barrel |
| Cefazolin | China Chemical & Pharmaceutical | 18P909 | 1 g vial |
| Scalpel blade | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
| Surgical scissor | Shinetec instruments | ST-B021 | – |
References
- Bagnall, A. M., Jones, L., Duffy, S., Riemsima, R. P. Spinal fixation surgery for acute traumatic spinal cord injury. Cochrane Database of Systematic Reviews. 1, 004725 (2008).
- Fehlings, M. G., Perrin, R. G. The role and timing of early decompression for cervical spinal cord injury: update with a review of recent clinical evidence. Injury. 36, 13-26 (2005).
- Yang, L., Jones, N. R., Stoodley, M. A., Blumbergs, P. C., Brown, C. J. Excitotoxic model of post-traumatic syringomyelia in the rat. Spine. 26, 1842-1849 (2001).
- Rolls, A., et al. Two faces of chondroitin sulfate proteoglycan in spinal cord repair: a role in microglia/macrophage activation. PLoS Medicine. 5, 1262-1277 (2008).
- Properzi, F., Asher, R. A., Fawcett, J. W. Chondroitin sulphate proteoglycans in the central nervous system: changes and synthesis after injury. Biochemical Society Transactions. 31, 335-336 (2003).
- Fawcett, J. W., Asher, R. A. The glial scar and central nervous system repair. Brain Research Bulletin. 49, 377-391 (1999).
- Yang, Z., Mo, L., Duan, H., Li, X. Effects of chitosan/collagen substrates on the behavior of rat neural stem cells. Science China Life Sciences. 53, 215-222 (2010).
- Chawla, K. K. . Fibrous Materials. , (1998).
- Pickering, K. L., Aruan Efendy, M. G. A review of recent developments in natural fibre composites and their mechanical performance. Composites Part A-Applied Science and Manufacturing. 83, 98-112 (2016).
- Lundgren, H. P. Synthetic fibers made from proteins. Advances in Protein Chemistry. 5, 305-351 (1954).
- Radishevskii, M. B., Serkov, A. T. Coagulation mechanism in wet spinning of fibres. Fibre Chemistry. 37, 266-271 (2005).
- Yannas, I. V. Collagen and gelatin in the solid state. Journal of Macromolecular Science Part C Polymer Reviews. 7, 49-106 (1972).
- Baer, E., Cassidy, J. J., Hiltner, A. Hierarchical structure of collagen composite Systems: lessons from biology. Pure and Applied Chemistry. 6, 961-973 (2009).
- Harrington, W. F., Von Hippel, P. H. The structure of collagen and gelatin. Advances in Protein Chemistry. 16, 1-138 (1961).
- Veis, A. . The Macromolecular Chemistry of Gelatin. , (1994).
- Freyman, T. M., Yannas, I. V., Gibson, L. J. Cellular materials as porous scaffolds for tissue engineering. Progress in Materials Science. 46, 273-282 (2001).
- Michalczyk, K., Ziman, M. Nestin structure and predicted function in cellular cytoskeletal organization. Histology and Histopathology. 20, 665-671 (2005).
