Summary

Valutazione morfologica e funzionale delle sinapsi del nastro nelle specifiche regioni di frequenza della Coclea del topo

Published: May 10, 2019
doi:

Summary

Questo manoscritto descrive un protocollo sperimentale per valutare le caratteristiche morfologiche e lo stato funzionale delle sinapsi del nastro nei topi normali. Il modello attuale è adatto anche per modelli con sinaptopatia cocleare indotta dal rumore e legati all’età. Vengono inoltre discussi i risultati correlati dei precedenti studi sul mouse.

Abstract

Le cellule ciliate interne cocleari (IHC) trasmettono segnali acustici ai neuroni gangliari a spirale (SGN) attraverso le sinapsi a nastro. Diversi studi sperimentali hanno indicato che le sinapsi delle cellule dei capelli possono essere gli obiettivi iniziali nella perdita dell’udito neurosensoriale (SNHL). Tali studi hanno proposto il concetto di cocleare “sinaptopatia”, che si riferisce ad alterazioni nel numero di sinapsi del nastro, struttura o funzione che si traducono in una trasmissione sinaptica anormale tra IHong e SGR. Mentre la sinaptopatia cocleare è irreversibile, non influisce sulla soglia uditiva. Nei modelli sperimentali indotti dal rumore, vengono impiegati danni limitati alle sinapsi IHC in determinate regioni di frequenza per identificare i fattori ambientali che causano specificamente la sinaptopatia, nonché le conseguenze fisiologiche di disturbare questo orecchio interno Circuito. Qui, presentiamo un protocollo per l’analisi della morfologia sinaptica cocleare e la funzione in una regione di frequenza specifica nei topi adulti. In questo protocollo, la localizzazione cocleare di specifiche aree di frequenza viene eseguita utilizzando mappe di frequenza dei luogo in combinazione con i dati del cocleare, a seguito del quale le caratteristiche morfologiche delle sinapsi del nastro vengono valutate tramite Immunostaining. Lo stato funzionale delle sinapsi del nastro viene quindi determinato in base alle ampiezze dell’onda I di risposta del tronco encefalico uditivo (ABR). La presente relazione dimostra che questo approccio può essere utilizzato per approfondire la nostra comprensione della patogenesi e dei meccanismi della disfunzione sinaptica nella coclea, che può aiutare nello sviluppo di nuovi interventi terapeutici.

Introduction

Le frequenze nell’intervallo di circa 20-u201220.000 Hz possono essere percepite come stimoli uditivi dagli esseri umani. L’udito umano è normalmente più sensibile vicino a 1.000 Hz, dove il livello medio di pressione sonora è di 20 – Pa nei giovani adulti (cioè, 0 decibel del livello di pressione sonora [dB SPL]). In alcune condizioni patologiche, la perdita dell’udito è limitata a frequenze specifiche. Ad esempio, nelle prime fasi della perdita dell’udito indotta dal rumore (NIHL), è possibile osservare una “notch” (cioè l’elevazione della soglia uditiva) nell’audiogramma a 4 kHz1. Lungo la partizione cocleare dei mammiferi, le sue gradazioni di rigidità e massa producono una mappa di frequenza esponenziale, con rilevamento del suono ad alta frequenza alla base della coclea e rilevamento a bassa frequenza all’apice2. Infatti, c’è una mappa posto-frequenza cocleare lungo la membrana basilare, che porta a quella che è conosciuta come organizzazione tonotopica2,3. Ogni dato posto sulla membrana basilare ha la più alta sensibilità ad una sola particolare frequenza sonora, che di solito è chiamata la frequenza caratteristica3,4, anche se si possono osservare anche risposte ad altre frequenze.

Fino ad oggi, sono stati impiegati vari modelli murini per studiare la normale funzione, i processi patologici e l’efficacia terapeutica nel sistema uditivo. Una conoscenza precisa dei parametri fisiologici nella coclea del topo è un prerequisito per tali studi di perdita dell’udito. La coclea del topo è anatomicamente divisa in curve apicali, medie e basali, che corrispondono a diverse regioni di frequenza. Etichettando gli afferenti del nervo uditivo presso il nucleo cocleare per analizzare i corrispondenti siti di innervazione periferica nella coclea, M’ller et al. sono riusciti a stabilire la mappa della frequenza del luogo cocleare nel normale topo5vivo . Nell’intervallo di 7,2–61,8 kHz, che corrisponde a posizioni comprese tra il 90% e il 10% dell’intera lunghezza della membrana basilare, la mappa della frequenza di posizionamento cocleare del topo può essere descritta da una semplice funzione di regressione lineare, suggerendo una relazione tra distanza normalizzata dalla base cocleare e dal logaritmo della frequenza caratteristica5. Nei topi di laboratorio, la mappa luogo-frequenza può essere utilizzata per esplorare la relazione tra soglie uditive all’interno di specifiche gamme di frequenza e cocleogrammi che mostrano il numero di cellule ciliate mancanti nelle regioni relative lungo la membrana basilare6. È importante sottolineare che la mappa luogo-frequenza fornisce un sistema di posizionamento per l’indagine di danni strutturali minimi, come danni alle sinapsi del nastro delle cellule ciliate in specifiche posizioni di frequenza cocleare nei topi con trauma uditivo periferico7 ,8.

Nella coclea mammifera, le sinapsi del nastro sono costituite da un nastro pressinaptico, una proiezione ad alta densità di elettroni che lega un alone di vesciche sinaptiche pronte per il rilascio contenenti glutammato all’interno dell’IHC e una densità post-sinaptica sul terminale nervoso del SGN con recettori del glutammato9. Durante la trasduzione del suono cocleare, la deflessione del fascio di cellule ciliate provoca la depolarizzazione dell’IHC, che porta al rilascio del glutammato dagli IHC nei terminali afferenti post-rattici, attivando così il percorso uditivo. L’attivazione di questo percorso porta alla trasformazione dei segnali meccanici indotti dal suono in un codice di tasso nel SGN10. Infatti, la sinapsi a nastro IHC è altamente specializzata per la trasmissione sonora instancabile a velocità di centinaia di Hertz con alta precisione temporale, ed è di fondamentale importanza per i meccanismi pressinaptici della codifica del suono. Studi precedenti hanno rivelato che le sinapsi del nastro variano notevolmente in dimensioni e numero in diverse regioni di frequenza nella coclea del topo adulto11,12, probabilmente riflettendo l’adattamento strutturale alla particolare codifica del suono per esigenze di sopravvivenza. Recentemente, studi sperimentali sugli animali hanno dimostrato che la sinaptopatia cocleare contribuisce a molteplici forme di ipovedenti, tra cui perdita dell’udito indotta dal rumore, perdita dell’udito legata all’età e perdita ereditaria dell’udito13, 14.Pertanto, i metodi per identificare i cambiamenti correlati nel numero, nella struttura e nella funzione sinaptica in specifiche regioni di frequenza sono stati sempre più utilizzati negli studi sullo sviluppo uditivo e sulle malattie dell’orecchio interno, utilizzando modelli generati tramite manipolazione sperimentale di variabili genetiche o ambientali15,16,17.

Nel rapporto corrente, presentiamo un protocollo per analizzare il numero sinaptico, la struttura e la funzione in una specifica regione di frequenza della membrana basilare nei topi adulti. La localizzazione della frequenza cocleare viene eseguita utilizzando una determinata mappa luogo-frequenza in combinazione con un cocleogramma. Le normali caratteristiche morfologiche delle sinapsi cocleari sono valutate tramite immunostaining presilnaptico e post-sinaptico. Lo stato funzionale delle sinapsi a nastro cocleare è determinato in base alle ampiezze soprasoglia dell’onda ABR I. Con piccole alterazioni, questo protocollo può essere utilizzato per esaminare condizioni fisiologiche o patologiche in altri modelli animali, tra cui ratti, porcellini d’India e gerbilli.

Protocol

Tutte le procedure sono state eseguite in conformità con la Guida NRC/ILAR per la cura e l’uso degli animali da laboratorio (ottava edizione). Il protocollo di studio è stato approvato dal Institutional Animal Care and Use Committee dell’Università di Medicina Capitale, Pechino, Cina. 1. Selezione degli animali Per tutti gli esperimenti, utilizzare topi maschi adulti C57BL/6J (8 settimane) come modello animale. NOT:</ I topi C57BL/6J che trasportano una variante d…

Representative Results

I test dell’udito ABR sono stati eseguiti per 10 topi C57BL/6J (8 settimane di età) in anestesia. Gli ADR sono stati suscitati utilizzando stimoli di scoppio tono a 4, 8, 16, 32 e 48 kHz. La soglia uditiva di ogni animale è stata rilevata visivamente distinguendo almeno una chiara forma d’onda nell’ABR. Tutti i topi hanno mostrato soglie ABR in risposta a raffiche di tono, che vanno da 25 a 70 dB SPL a seconda della frequenza dello stimolo. I nostri risultati hanno indicato che la soglia uditiva era più bassa a 16 kHz…

Discussion

Dal momento che la sinaptopatia cocleare è stata caratterizzata per la prima volta in topi adulti con uno spostamento di soglia temporanea (TTS) indotto da 8-u201216 kHz rumore della banda di ottava a 100 dB SPL per 2 h31, i ricercatori hanno sempre più studiato gli effetti della sinaptopatia in vari mammiferi, comprese le scimmie e gli esseri umani32,33. Oltre all’esposizione al rumore, sono state associate diverse altre condizioni alla…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (81770997, 81771016, 81830030); il progetto di finanziamento congiunto della Beijing Natural Science Foundation e del Beijing Education Committee (K-201810025040); la Beijing Natural Science Foundation (7174291); e la China Postdoctoral Science Foundation (2016M601067).

Materials

Ketamine hydrochloride Gutian Pharmaceutical Co., Ltd., Fujian, China H35020148 100mg/kg
Xylazine hydrochloride Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA X-1251 10mg/kg
TDT physiology apparatus Tucker-Davis Technologies, Alachua, FL, USA Auditory Physiology System III
SigGen/BioSig software Tucker-Davis Technologies, Alachua, FL, USA Auditory Physiology System III
Electric Pad Pet Fun 11072931136
Dumont forceps 3# Fine Science Tools, North Vancouver, B.C., Canada 0203-3-PO
Dumont forceps 5# Fine Science Tools, North Vancouver, B.C., Canada 0209-5-PO
Stereo dissection microscope Nikon Corp., Tokyo, Japan SMZ1270
Goat serum ZSGB-BIO, Beijing,China ZLI-9021
Anti-glutamate receptor 2, extracellular, clone 6C4 Millipore Corp., Billerica, MA, USA MAB397 mouse 
Purified Mouse Anti-CtBP2 BD Biosciences, Billerica, MA, USA 612044 mouse 
Alexa Fluor 568 goat anti-mouse IgG1antibody Thermo Fisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA A21124 goat
Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG2a antibody Thermo Fisher Scientific Inc., Waltham, MA, USA A21131 goat
Mounting medium containing DAPI ZSGB-BIO, Beijing,China ZLI-9557
Confocal fluorescent microscopy Leica Microsystems, Wetzlar, Germany TCS SP8 II
Image Pro Plus software Media Cybernetics, Bethesda, MD, USA version 6.0
Professional diagnostic pocket otoscope Lude Medical Apparatus and Instruments Trade Co., Ltd., Shanghai,China HS-OT10
Needle electrode Friendship Medical Electronics Co., Ltd., Xi'an,China 1029 20 mm, 28 G
Closed-field speaker Tucker-Davis Technologies, Alachua, FL, USA CF1

References

  1. Lie, A., Skogstad, M., Johnsen, T. S., Engdahl, B., Tambs, K. The prevalence of notched audiograms in a cross-sectional study of 12,055 railway workers. Ear and Hearing. 36 (3), 86-92 (2015).
  2. Fettiplace, R. Hair cell transduction, tuning, and synaptic transmission in the mammalian cochlea. Comprehensive Physiology. 7 (4), 1197-1227 (2017).
  3. Liberman, M. C. The cochlear frequency map for the cat: labeling auditory-nerve fibers of known characteristic frequency. Journal of the Acoustical Society of America. 72 (5), 1441-1449 (1982).
  4. Fettiplace, R., Kim, K. X. The physiology of mechanoelectrical transduction channels in hearing. Physiological Reviews. 94 (3), 951-986 (2014).
  5. Muller, M., von Hunerbein, K., Hoidis, S., Smolders, J. W. A physiological place-frequency map of the cochlea in the CBA/J mouse. Hearing Research. 202 (1-2), 63-73 (2005).
  6. Viberg, A., Canlon, B. The guide to plotting a cochleogram. Hearing Research. 197 (1-2), 1-10 (2004).
  7. Paquette, S. T., Gilels, F., White, P. M. Noise exposure modulates cochlear inner hair cell ribbon volumes, correlating with changes in auditory measures in the FVB/nJ mouse. Scientific Reports. 6, 25056 (2016).
  8. Fernandez, K. A., Jeffers, P. W., Lall, K., Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Aging after noise exposure: acceleration of cochlear synaptopathy in “recovered” ears. Journal of Neuroscience. 35 (19), 7509-7520 (2015).
  9. Wichmann, C., Moser, T. Relating structure and function of inner hair cell ribbon synapses. Cell and Tissue Research. 361 (1), 95-114 (2015).
  10. Matthews, G., Fuchs, P. The diverse roles of ribbon synapses in sensory neurotransmission. Nature Reviews Neuroscience. 11 (12), 812-822 (2010).
  11. Liberman, L. D., Liberman, M. C. Postnatal maturation of auditory-nerve heterogeneity, as seen in spatial gradients of synapse morphology in the inner hair cell area. Hearing Research. 339, 12-22 (2016).
  12. Yang, L., et al. Maximal number of pre-synaptic ribbons are formed in cochlear region corresponding to middle frequency in mice. Acta Oto-Laryngologica. 138 (1), 25-30 (2018).
  13. Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Cochlear synaptopathy in acquired sensorineural hearing loss: Manifestations and mechanisms. Hearing Research. 349, 138-147 (2017).
  14. Moser, T., Starr, A. Auditory neuropathy–neural and synaptic mechanisms. Nature Reviews Neurology. 12 (3), 135-149 (2016).
  15. Yu, W. M., et al. A Gata3-Mafb transcriptional network directs post-synaptic differentiation in synapses specialized for hearing. Elife. 2, 01341 (2013).
  16. Buniello, A., et al. Wbp2 is required for normal glutamatergic synapses in the cochlea and is crucial for hearing. EMBO Molecular Medicine. 8 (3), 191-207 (2016).
  17. Gilels, F., Paquette, S. T., Beaulac, H. J., Bullen, A., White, P. M. Severe hearing loss and outer hair cell death in homozygous Foxo3 knockout mice after moderate noise exposure. Scientific Reports. 7 (1), 1054 (2017).
  18. Kane, K. L., et al. Genetic background effects on age-related hearing loss associated with Cdh23 variants in mice. Hearing Research. 283 (1-2), 80-88 (2012).
  19. Jiang, X. W., Li, X. R., Zhang, Y. P. Changes of ribbon synapses number of cochlear hair cells in C57BL/6J mice with age (Delta). International Journal of Clinical and Experimental Medicine. 8 (10), 19058-19064 (2015).
  20. Akil, O., Oursler, A., Fan, K., Lustig, L. Mouse auditory brainstem response testing. BIO-Protocol. 6 (6), (2016).
  21. Zhou, X., Jen, P. H. -. S., Seburn, K. L., Frankel, W. N., Zheng, Q. Y. Auditory brainstem responses in 10 inbred strains of mice. Brain Research. 1091 (1), 16-26 (2006).
  22. Montgomery, S. C., Cox, B. C. Whole mount dissection and immunofluorescence of the adult mouse cochlea. Journal of Visualized Experiments. (107), (2016).
  23. Schmitz, F., Konigstorfer, A., Sudhof, T. C. RIBEYE, a component of synaptic ribbons: a protein’s journey through evolution provides insight into synaptic ribbon function. Neuron. 28 (3), 857-872 (2000).
  24. Suzuki, J., Corfas, G., Liberman, M. C. Round-window delivery of neurotrophin 3 regenerates cochlear synapses after acoustic overexposure. Scientific Reports. 6, 24907 (2016).
  25. Rutherford, M. A. Resolving the structure of inner ear ribbon synapses with STED microscopy. Synapse. 69 (5), 242-255 (2015).
  26. Liberman, L. D., Liberman, M. C. Dynamics of cochlear synaptopathy after acoustic overexposure. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 16 (2), 205-219 (2015).
  27. Gilels, F., Paquette, S. T., Zhang, J., Rahman, I., White, P. M. Mutation of Foxo3 causes adult onset auditory neuropathy and alters cochlear synapse architecture in mice. Journal of Neuroscience. 33 (47), 18409-18424 (2013).
  28. Wan, G., Gomez-Casati, M. E., Gigliello, A. R., Liberman, M. C., Corfas, G. Neurotrophin-3 regulates ribbon synapse density in the cochlea and induces synapse regeneration after acoustic trauma. Elife. 3, (2014).
  29. Sergeyenko, Y., Lall, K., Liberman, M. C., Kujawa, S. G. Age-related cochlear synaptopathy: an early-onset contributor to auditory functional decline. Journal of Neuroscience. 33 (34), 13686-13694 (2013).
  30. Furman, A. C., Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Noise-induced cochlear neuropathy is selective for fibers with low spontaneous rates. Journal of Neurophysiology. 110 (3), 577-586 (2013).
  31. Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Adding insult to injury: cochlear nerve degeneration after “temporary” noise-induced hearing loss. Journal of Neuroscience. 29 (45), 14077-14085 (2009).
  32. Valero, M. D., et al. Noise-induced cochlear synaptopathy in rhesus monkeys (Macaca mulatta). Hearing Research. 353, 213-223 (2017).
  33. Viana, L. M., et al. Cochlear neuropathy in human presbycusis: Confocal analysis of hidden hearing loss in post-mortem tissue. Hearing Research. 327, 78-88 (2015).
  34. Tong, M., Brugeaud, A., Edge, A. S. Regenerated synapses between postnatal hair cells and auditory neurons. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 14 (3), 321-329 (2013).
  35. Landegger, L. D., Dilwali, S., Stankovic, K. M. Neonatal murine cochlear explant technique as an in vitro screening tool in hearing research. Journal of Visualized Experiments. (124), (2017).
  36. Takeda, S., Mannström, P., Dash-Wagh, S., Yoshida, T., Ulfendahl, M. Effects of Aging and Noise Exposure on Auditory Brainstem Responses and Number of Presynaptic Ribbons in Inner Hair Cells of C57BL/6J Mice. Neurophysiology. 49 (5), 316-326 (2017).
  37. Mehraei, G., et al. Auditory brainstem response latency in noise as a marker of cochlear synaptopathy. Journal of Neuroscience. 36 (13), 3755-3764 (2016).
check_url/fr/59189?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Yu, S., Du, Z., Song, Q., Qu, T., Qi, Y., Xiong, W., He, L., Wei, W., Gong, S., Liu, K. Morphological and Functional Evaluation of Ribbon Synapses at Specific Frequency Regions of the Mouse Cochlea. J. Vis. Exp. (147), e59189, doi:10.3791/59189 (2019).

View Video