Istituzione e analisi di organidi tridimensionali (3D) Derivati dagli spettri della metastasi ossea del cancro della prostata del paziente e dai loro xenoinfi
Summary
Le colture tridimensionali di campioni di BMPC pazienti e xenografi del carcinoma della prostata metastatica ossea mantengono l’eterogeneità funzionale dei loro tumori originali con conseguenti cisti, sferoidi e organoidi complessi simili a tumori. Questo manoscritto fornisce una strategia di ottimizzazione e un protocollo per la cultura 3D di campioni eterogenei derivati dai pazienti e la loro analisi utilizzando IFC.
Abstract
La coltura tridimensionale (3D) degli organoidi da campioni tumorali di pazienti umani e modelli di xenotrapianto (PDX) derivati dal paziente del cancro alla prostata, indicati come organoidi derivati dal paziente (DOP), sono una risorsa inestimabile per studiare il meccanismo di tumoraligenesi e metastasi del cancro alla prostata. Il loro principale vantaggio è che mantengono l’eterogeneità genomica e funzionale distintiva del tessuto originale rispetto alle linee cellulari convenzionali che non lo fanno. Inoltre, le colture 3D della DOP possono essere utilizzate per prevedere gli effetti del trattamento farmacologico sui singoli pazienti e sono un passo verso la medicina personalizzata. Nonostante questi vantaggi, pochi gruppi utilizzano abitualmente questo metodo in parte a causa dell’ampia ottimizzazione delle condizioni di coltura DOP che possono essere necessarie per diversi campioni di pazienti. In precedenza abbiamo dimostrato che il nostro modello di metastasi ossea del cancro alla prostata, PCSD1, ha ricapitolato la resistenza della metastasi ossea del donatore alla terapia anti-androgena. Abbiamo usato organoidi 3D PCSD1 per caratterizzare ulteriormente i meccanismi della resistenza anti-androgeni. Seguendo una panoramica degli studi attualmente pubblicati sui modelli PDX e DOP, descriviamo un protocollo passo-passo per la cultura 3D della DOP utilizzando sfere a cupola o galleggianti in terra seminterrato (ad esempio, Matrigel) in condizioni di cultura ottimizzate. Vengono descritti anche l’imaging dei punti in vivo e l’elaborazione cellulare per l’istologia. Questo protocollo può essere ulteriormente ottimizzato per altre applicazioni tra cui macchia occidentale, co-cultura, ecc. e può essere utilizzato per esplorare le caratteristiche della PDO coltivata 3D relative alla resistenza ai farmaci, alla tumorigenesi, alle metastasi e alle terapie.
Introduction
Gli organoidi colti tridimensionali hanno attirato l’attenzione sul loro potenziale di ricapitolazione dell’architettura in vivo, della funzionalità cellulare e della firma genetica dei loro tessuti originali1,2,3,4,5. Ancora più importante, gli organoidi 3D stabiliti dai tessuti tumorali dei pazienti o dai modelli di xenotrapianto derivato dal paziente (PDX) offrono opportunità inestimabili per comprendere i meccanismi di segnalazione cellulare sulla tumorigenesi e per determinare gli effetti del trattamento farmacologico su ogni popolazione cellulare6,7,8,9,10,11,12,13. Drost et al.5 ha sviluppato un protocollo standard per la creazione di organoidi della prostata umana e murina, che è stato ampiamente adottato nel campo dell’urologia. Inoltre, è stato dedicato uno sforzo significativo per un’ulteriore caratterizzazione degli organoidi 3D e per comprendere i meccanismi dettagliati della tumorigenesi e metastasi4,12,14,15. Oltre al protocollo precedentemente stabilito e ampiamente accettato per le colture di organoidi 3D, descriviamo qui un protocollo passo-passo per la cultura 3D di DOP utilizzando tre diversi metodi di doming in condizioni di coltura ottimizzate.
In questo manoscritto, gli organoidi 3D sono stati stabiliti come un modello ex vivo di cancro alla prostata metastatica ossea (BMPC). Le cellule utilizzate per queste colture provenivano dalla serie Prostate Cancer San Diego (PCSD) ed erano derivate direttamente dai tessuti tumorali metastatici del cancro della prostata del paziente (PCSD18 e PCSD22) o dai modelli tuminanti xenotrapianto (PDX) derivati dal paziente (campioni denominati PCSD1, PCSD13 e PCSD17). Poiché la metastasi ossea spontanea delle cellule tumorali della prostata è rara nei modelli murini geneticamente ingegnerizzati16, abbiamo usato l’iniezione intrafmorale diretta (IF) delle cellule tumorali umane nel maschio Rag2-/-z -/- topi per stabilire i modelli PDX del cancro alla prostata metastatico osseo17.
Una volta che gli organoidi 3D sono stabiliti da cellule tumorali del paziente eterogenee o xenogratraps derivati dal paziente, è essenziale confermare la loro identità come cellule tumorali della prostata e determinare i loro fenotipi nelle colture organoidi 3D. La chimica dell’immunofluorescenza (IFC) consente la visualizzazione dell’espressione proteica in situ in ogni cellula, spesso indicando le potenziali funzioni per specifiche popolazioni cellulari2,4. In generale, i protocolli IFC per la maggior parte dei campioni, inclusi tessuti e cellule, sono semplici e completamente ottimizzati. Tuttavia, la densità cellulare e il numero di organoidi possono essere significativamente inferiori a quelli della coltura convenzionale. Pertanto, il protocollo IFC per gli organoidi richiede passaggi aggiuntivi per garantire una corretta elaborazione e incorporamento in paraffina per tutti gli organoidi nei campioni. Descriviamo ulteriori passaggi per un processo di pre-incorporamento dell’agarose e suggerimenti per etichettare la posizione degli organoidi sezionati sul vetrino che aumenta il tasso di successo di IFC sugli organoidi, soprattutto quando i campioni di organoidi hanno una densità di cellule inferiore a quella desiderata.
Protocol
Representative Results
Discussion
Gli organoidi 3D derivati dalle cellule tumorali della prostata della metastasi ossea del paziente sono ancora relativamente rari. Qui, descriviamo strategie e ulteriore protocollo ottimizzato per stabilire con successo organiidi derivati del paziente 3D seriale (PDO) di BMPC. Inoltre, vengono descritti i protocolli per proteggere gli organoidi in campioni con densità cellulare inferiore per l’analisi IFC e IHC. Fenotipi differenziali sotto forma di cisti, sferoidi e organoidi più complessi indicano che questo protocol…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Questo studio è stato sostenuto dalla Leo and Anne Albert Charitable Foundation e dalla JM Foundation. Ringraziamo i membri dell’Università della California San Diego Moores Cancer Center, il Dr. Jing Yang e il Dr. Kay T. Yeung per averci permesso l’uso del loro microtome e Randall French, Dipartimento di Chirurgia per competenze tecniche.
Materials
| 1 mL Pipettman | Gilson | F123602 | |
| 1 mL Syringe | BD Syringe | 329654 | |
| 1.5 mL tube | Spectrum Lab Products | 941-11326-ATP083 | |
| 25G Needle | BD PrecisionGlide Needle | 305122 | |
| 4% Paraformaldehyde (PFA) | Alfa Aesar | J61899 | |
| 70% Ethanol (EtOH) | VWR | BDH1164-4LP | |
| A83-01 | Tocris Bioscience | 2939 | |
| Accumax | Innovative Cell Technologies, Inc. | AM105 | |
| adDMEM | Life Technologies | 12634010 | |
| Agarose | Lonza | 50000 | |
| Antibody -for Cytokeratin 5 | Biolegend | 905901 | |
| Antibody for Cytokeratin 8 | Biolegend | 904801 | |
| B27 | Life Technologies | 17504044 | |
| Bioluminescence imaging system, IVIS 200 | Perkin Elmer Inc | IVIS 200 | |
| Cell Culture Plate – 24 well | Costar | 3524 | |
| Cell Culture Plate – 48 well | Costar | 3548 | |
| Cell Culture Plate – 6 well | Costar | 3516 | |
| Cell Dissociation Solution, Accumax | Innovative Cell Technologies, Inc. | AM105 | |
| Cell Recovery Solution | Corning | 354253 | |
| Cell Scraper | Sarstedt | 83.180 | |
| Cell Strainer | Falcon (Corning) | 352350 | |
| CO2 incubator | Fisher Scientific | 3546 | |
| DAPI | Vector Vectashield | H-1200 | |
| DHT | Sigma-Aldrich | D-073-1ML | |
| dPBS | Corning/Cellgro | 21-031-CV | |
| EGF | PeproTech | AF-100-15 | |
| FBS | Gemini Bio-Products | 100-106 | |
| FGF10 | PeproTech | 100-26 | |
| FGF2 | PeproTech | 100-18B | |
| Forceps | Denville Scientific | S728696 | |
| Glutamax | Gibco | 35050-061 | |
| HEPES | Gibco | 15630-080 | |
| LS Columns | Miltenyi | 130-0420401 | |
| Magnetic Column Seperator: QuadroMACS Separator | Miltenyi | 130-090-976 | |
| Marker | VWR | 52877-355 | |
| Matrigel (Growth Factor Reduced) | Mediatech Inc. (Corning) | 356231 | |
| Matrigel (High Concentration) | BD (Fisher Scientific) | CB354248 | |
| Microscope Imaging Software, Keyence | BZ-X800 (newest software) BZ-X700 (old software) | ||
| Microscope, Keyence | BZ-X700 (model 2016-2017)/BZ-X710 (model 2018-2019) | ||
| Mouse Cell Depletion Kit | Miltenyi | 130-104-694 | |
| N-Acetylcysteine | Sigma-Aldrich | A9165-5G | |
| Nicotinamide | Sigma-Aldrich | N0636-100G | |
| Noggin | PeproTech | 120-10C | |
| OCT Compound | Tissue-Tek | 4583 | |
| Parafilm | American National Can | N/A | |
| Pen-Strep | Mediatech Inc. (Corning) | 30-002-CI-1 | |
| Pipette tipes for 1 mL (Blue Tips) | Fisherbrand Redi-Tip | 21-197-85 | |
| Plunger (from 3 mL syringe) | BD Syringe | 309657 | |
| Prostaglandin E2 | Tocris Bioscience | 2296 | |
| R-Spondin 1 | Trevigen | 3710-001-01 | |
| SB2021190 | Sigma-Aldrich | S7076-25MG | |
| Small Table Top Centrifuge | ThermoFisher Scientific | 75002426 | |
| Water Bath | Fisher Sci | 2320 | |
| Y-27632 Dihydrochloride | Abmole Bioscience | M1817 |
References
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