Summary

Halogenert agentlevering i svinemodell av akutt respiratorisk nødsyndrom via en intensivavdeling type enhet

Published: September 24, 2020
doi:

Summary

Vi beskriver en modell av saltsyreindusert akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS) hos gris som mottar sedasjon med halogenerte midler, isofluran og sevofluran, gjennom en enhet som brukes til inhalert intensiv sedasjon. Denne modellen kan brukes til å undersøke de biologiske mekanismene til halogenerte midler på lungeskade og reparasjon.

Abstract

Akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS) er en vanlig årsak til hypoksemisk respirasjonssvikt og død hos kritisk syke pasienter, og det er et presserende behov for å finne effektive terapier. Prekliniske studier har vist at inhalerte halogenerte midler kan ha gunstige effekter i dyremodeller av ARDS. Utviklingen av nye enheter for å administrere halogenerte midler ved hjelp av moderne intensivventilatorer (ICU) har betydelig forenklet dispensering av halogenerte midler til intensivpasienter. Fordi tidligere eksperimentell og klinisk forskning antydet potensielle fordeler med halogenerte volatiler, som sevofluran eller isofluran, for lungealveolar epitelskade og betennelse, to patofysiologiske landemerker av diffus alveolarskade under ARDS, designet vi en dyremodell for å forstå mekanismene for effekten av halogenerte midler på lungeskade og reparasjon. Etter generell anestesi, trakeal intubasjon og initiering av mekanisk ventilasjon ble ARDS indusert i grisene via intratrakeal instillasjon av saltsyre. Deretter ble grisene bedøvet med inhalert sevofluran eller isofluran ved hjelp av en ICU-type enhet, og dyrene ble ventilert med lungebeskyttende mekanisk ventilasjon i løpet av en 4 timers periode. I løpet av studieperioden ble det samlet inn blod- og alveolarprøver for å evaluere arteriell oksygenering, permeabiliteten til alveolarkapillærmembranen, alveolarvæskeclearance og lungebetennelse. Mekaniske ventilasjonsparametere ble også samlet inn gjennom hele eksperimentet. Selv om denne modellen induserte en markert reduksjon i arteriell oksygenering med endret alveolar-kapillær permeabilitet, er den reproduserbar og er preget av en rask utbrudd, god stabilitet over tid og ingen dødelige komplikasjoner.

Vi har utviklet en grisemodell av syreaspirasjon som reproduserer de fleste fysiologiske, biologiske og patologiske egenskapene til klinisk ARDS, og det vil være nyttig å fremme vår forståelse av de potensielle lungebeskyttende effektene av halogenerte midler levert gjennom enheter som brukes til inhalert ICU-sedasjon.

Introduction

Akutt respiratorisk nødsyndrom (ARDS) er en vanlig årsak til hypoksemisk respirasjonssvikt og død hos kritisk syke pasienter1. Den er preget av både diffuse alveolar epitel- og endotelskader, noe som fører til økt permeabilitet og lungeødem, endret alveolarvæskeclearance (AFC) og forverret respiratorisk nød2. Resorpsjonen av alveolarødem og utvinning fra ARDS krever epitelvæsketransport gjennom alveolene for å forbli intakt, noe som tyder på at en terapi som forbedrer AFC kan være nyttig3,4. Selv om lungebeskyttende ventilasjon og en restriktiv strategi for intravenøs væskebehandling har vist seg gunstig for å forbedre resultatene2,5, er de fortsatt forbundet med høy dødelighet og sykelighet6. Derfor er det et presserende behov for å utvikle effektive terapier for syndromet og for bedre å forstå de nøyaktige mekanismene som slike terapier kan fungere gjennom.

Halogenerte bedøvelsesmidler, som isofluran eller sevofluran, har blitt mye brukt til generell anestesi i operasjonsrommet. Sevofluran er forbundet med redusert betennelse i lungene til pasienter som gjennomgår thoraxkirurgi og med en reduksjon i postoperative lungekomplikasjoner, som ARDS7. Lignende resultater har blitt funnet i en metaanalyse av pasienter etter hjertekirurgi8. Halogenerte volatiler har også en bronkodilaterende effekt9,10 og kanskje noen egenskaper som beskytter flere organer, for eksempel hjertet8,11 og nyrene12,13,14. I det siste har det vært økende interesse for klinisk bruk av inhalerte bedøvelsesmidler som beroligende midler på intensivavdelingen. Både dyre- og menneskelige studier støtter de beskyttende effektene av forbehandling med halogenerte midler før langvarig iskemi i leveren15, hjernen16, eller hjertet11. Halogenerte midler har også potensielle farmakokinetiske og farmakodynamiske fordeler i forhold til andre intravenøse midler for sedasjon av kritisk syke pasienter, inkludert en rask utbrudd av handling og rask offset på grunn av liten opphopning i vev. Inhalerte halogenerte midler reduserer intubasjonstider sammenlignet med intravenøs sedasjon hos pasienter som gjennomgår hjertekirurgi17. Flere studier støtter sikkerhet og effekt av halogenerte midler i sedasjon av intensivpasienter18,19,20. I eksperimentelle modeller av ARDS forbedrer inhalert sevofluran gassutveksling21,22, reduserer alveolar ødem21,22, og demper både lunge- og systemisk betennelse23. Isofluran ameliorates også lunge reparasjon etter skade ved å opprettholde integriteten til alveolar-kapillær barrieren, muligens ved å modulere uttrykket av en nøkkel tett knutepunkt protein24,25,26. I tillegg hadde musemakrofager som ble dyrket og behandlet med isofluran bedre fagocytiske effekter på nøytrofiler enn makrofager som ikke ble behandlet med isofluran27.

Imidlertid forblir de nøyaktige biologiske veiene og mekanismene som står for lungebeskyttende egenskaper til flyktige bedøvelser stort sett ukjent til dags dato, og krever videre undersøkelse18. Ytterligere studier er også berettiget til å undersøke de nøyaktige effektene av sevofluran på lungeskade og for å verifisere om eksperimentelle bevis kan oversettes til pasienter. Den første randomiserte kontrollstudien fra teamet vårt fant at administrering av inhalert sevofluran hos pasienter med ARDS var forbundet med oksygeneringsforbedring og reduserte nivåer av både proinflammatoriske cytokiner og lungeepitelskademarkører, vurdert av plasma- og alveolarløselige reseptorer for avanserte glykasjonsendeprodukter (sRAGE)28 . Siden sRAGE nå betraktes som en markør for alveolar type 1 celleskade og en nøkkelformidler av alveolarbetennelse, kan disse resultatene antyde noen gunstige effekter av sevofluran på lungealveolar epitelskade21,29,30.

Bruk av halogenerte midler til inhalert intensivsedasjon har lenge krevd at operasjonsromsbedøvelsesventilatorer og gassdampere skal utplasseres på intensivavdelingen. Siden da har bedøvelsesreflekser som er egnet for bruk med moderne kritiske pleieventilatorer, blitt utviklet for spesifikk bruk på intensivavdelingen31. Disse enhetene har modifisert varme- og fuktighetsvekslingsfiltre satt inn mellom Y-delen av luftveiene og endotrakealrøret. De tillater administrering av halogenerte midler, med isofluran og sevofluran som den mest brukte, og de består av en porøs polypropylen fordamperstang, der et flytende middel, levert av en bestemt sprøytepumpe, frigjøres. Det halogenerte middelet absorberes under utløp av et reflekterende medium som finnes i enheten, og det frigjøres under neste inspirasjon, slik at resirkulering av omtrent 90% av det utløpte halogenerte middelet31,32. Nylig ble en miniatyrisert versjon av enheten utviklet med et instrumentelt dødt rom på 50 ml, noe som gjør den enda mer egnet for bruk under ultrabeskyttelsesventilasjon hos ARDS-pasienter, med tidevannsvolumer som kan være så lave som 200 ml31. En slik miniatyrisert enhet har aldri blitt studert i en eksperimentell grismodell av ARDS.

Fordi tidligere forskning støtter de lovende rollene til halogenerte volatiler i lungealveolarbetennelse og skade under ARDS, designet vi en eksperimentell dyremodell for å oppnå en translasjonell forståelse av mekanismene for effekten av halogenerte midler på lungeskade og reparasjon33,34,35. I denne studien utviklet vi en modell av saltsyre (HCl)-indusert ARDS hos smågriser der inhalert sedasjon kan leveres ved hjelp av den miniatyriserte versjonen av bedøvelsesbevaringsenheten, en ICU-type enhet. Denne store dyremodellen av ARDS kan brukes til å fremme vår forståelse av de potensielle lungebeskyttende effektene av inhalerte halogenerte midler.

Protocol

Studieprotokollen ble godkjent av Animal Ethics Committee i den franske Ministère de l’Education Nationale, de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche (godkjenningsnummer 01505.03) før de ble registrert ved preclinicaltrials.eu (Pre-klinisk registeridentifikator PCTE00000129). Alle prosedyrer ble utført i Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Frankrike, i samsvar med Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE) retnin…

Representative Results

For dette eksperimentet ble 25 grisene bedøvet og delt i to grupper: 12 gris i den ubehandlede gruppen (SHAM-gruppen) og 13 gris i den syre-skadede gruppen (HCl-gruppen). Ingen gris døde før slutten av eksperimentet. En toveis gjentatt-måls analyse av varians (RM-ANOVA) indikerte en betydelig tid etter gruppeinteraksjon (P < 10−4) med en skadelig effekt av HCl-induserte ARDS på PaO2/FiO2, sammenlignet med skamdyr uten ARDS (figur 3). En signifikant for…

Discussion

Denne artikkelen beskriver en reproduserbar eksperimentell modell av ARDS indusert av intratrakeal instillasjon av HCl hos grisene for å undersøke lungebeskyttende effekter av halogenerte volatiler, for eksempel sevofluran eller isofluran, levert ved hjelp av en bedøvelseskonserveringsenhet.

Hovedmålet med denne studien var å utvikle en eksperimentell modell av ARDS der flyktige midler kunne leveres av en bedøvelsesbevaringsenhet, for eksempel de som brukes hos intensivpasienter. Selv om…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne vil takke de ansatte fra GreD, Université Clermont Auvergne og Centre International de Chirurgie Endoscopique (alle i Clermont-Ferrand, Frankrike).

Materials

Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mm Covidien 18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French – 16 cm) Arrow CV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French – 20 cm) Getinge Pulsion Medical System catheter
Warm blankets WarmTouch5300 MedTronic 5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40 Phillips MNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis System Siemens 20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex Monitor Getinge Pulsion Medical System PulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström Carestation General Electrics Engström
Halogenated anesthetics
Anaconda Syringe SedanaMedical 26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-S SedanaMedical 26050
Charcoal filter FlurAbsorb SedanaMedical 26096
Filling Adaptaters SedanaMedical 26042
Ionomer membrane dryer line Nafion SedanaMedical 26053
Products
Propofol Mylan 66617123
Isoflurane Virbac QN01AB06
Pentobarbital PanPharma 68942457
Sevoflurane Abbvie N01AB08
Sufentanil Mylan 62404996

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device “AnaConDa” for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. . Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d’Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) – short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O’Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Play Video

Citer Cet Article
Blondonnet, R., Paquette, B., Audard, J., Guler, R., Roman, F., Zhai, R., Belville, C., Blanchon, L., Godet, T., Futier, E., Bazin, J., Constantin, J., Sapin, V., Jabaudon, M. Halogenated Agent Delivery in Porcine Model of Acute Respiratory Distress Syndrome via an Intensive Care Unit Type Device. J. Vis. Exp. (163), e61644, doi:10.3791/61644 (2020).

View Video