JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurosciences

생체 내 신경 회로 연결성 모방을 위한 체외 쐐기 슬라이스 준비

Published: August 18, 2020
doi:
10.3791/61664
,
1Section on Neuronal Circuitry, National Institute on Deafness and Other Communication Disorders,NIH

Summary

뉴런에 다양한 시냅스 입력의 통합은 자연 타이밍과 회로 가소성을 위해 모든 사전 시냅스 핵을 보존하는 준비에서 가장 잘 측정되지만, 뇌 슬라이스는 일반적으로 많은 연결을 끊습니다. 우리는 생체 외 실험 능력을 유지하면서 생체 내 회로 활동을 모방하는 수정 된 뇌 조각을 개발했습니다.

Abstract

체외 슬라이스 전기 생리학 기술은 정확한 전기 및 측두성 해상도로 단일 세포 활동을 측정합니다. 뇌 슬라이스는 패치 클램핑 이나 이미징을 위해 뉴런을 적절히 시각화하고 액세스하기 위해 상대적으로 얇아야하며 뇌 회로의 체외 검사는 급성 슬라이스에 물리적으로 존재하는 것으로만 제한됩니다. 시험관 내 슬라이스 실험의 이점을 유지하면서 시냅스 핵의 더 큰 부분을 보존하기 위해, 우리는 새로운 슬라이스 준비를 개발했다. 이 “웨지 슬라이스”는 뇌의 내측 올리고 올리고(MOC) 뉴런에 대한 다양한 모노알, 사운드 구동 입력을 특성화하기 위해 패치 클램프 전기 생리학 기록을 위해 설계되었습니다. 이러한 뉴런은 콘트라탈 귀및 상응하는 달팽이관 핵(CN)에서 자극에 의해 활성화된 뉴런으로부터 그들의 1차 발포성 흥분및 억제 입력을 수신한다. 비대칭 뇌 슬라이스는 한 반구의 측면 가장자리에서 로스트로 -caudal 도메인에서 가장 두꺼운 다음 반대 반구의 측면 가장자리를 향해 얇게 설계되었습니다. 이 슬라이스에는 청각 자극에 대한 정보를 뇌에 전달하는 청각 신경 뿌리, 본질적인 CN 회로, 및 모순된 MOC 뉴런에 수렴하는 소멸 흥분 및 삼중 억제 성 포렌티드 경로가 모두 포함되어 있습니다. 레코딩은 슬라이스의 얇은 면에 있는 MOC 뉴런에서 수행되며, 여기서 일반적인 패치 클램프 실험을 위해 DIC 광학을 사용하여 시각화됩니다. 청각 신경의 직접적인 자극은 청각 뇌간에 들어갈 때 수행되며, 내식 CN 회로 활동과 시냅스 가소성이 MOC 뉴런의 상류시냅스에서 발생할 수 있도록 합니다. 이 기술을 사용하면 조각 내에서 가능한 한 가깝게 생체 내 회로 활성화를 모방할 수 있습니다. 이 쐐기 슬라이스 준비는 회로 분석이 생체 외 슬라이스 생리학의 기술적 이점과 함께 업스트림 연결 및 장거리 입력의 보존의 혜택을 누릴 수있는 다른 뇌 회로에 적용됩니다.

Introduction

신경 회로의 활동의 관찰은 이상적으로 네이티브 감각 입력 및 피드백, 그리고 뇌 영역 사이의 그대로 연결, 생체 내에서 수행된다. 그러나 신경 회로 기능의 단일 세포 해상도를 제공하는 실험을 수행하는 것은 여전히 뇌의 기술적 과제에 의해 제한됩니다. 생체 외 세포 외 전기 생리학 또는 다광화상 방법은 그대로 신경계에서 활동을 조사하는 데 사용될 수 있지만, 다른 입력이 어떻게 통합되는지 해석하거나 하위 임계 값 시냅스 입력을 측정하는 것은 여전히 어렵습니다. 생체 내 전세포 기록은 이러한 한계를 극복하지만 쉽게 접근 할 수있는 뇌 영역에서도 수행하기가 어렵습니다. 단일 세포 분해 실험의 기술적 과제는 뇌 깊숙이 위치한 특정 뉴런 집단또는 생체 내에서 세포를 찾기 위해 유전 적 도구가 필요한 공간적으로 확산되는 집단(예: 옵트로드 레코딩과 결합된 채널로돕신의 유전적 발현) 또는 기록 사이트 라벨링 후 의학적 식별(예: 신경 전달 마커)에서 더욱 증폭됩니다. 뇌간의 복부 표면 근처에 확산되는 내측 올리고엽아(MOC) 뉴런은 위의 한계1로인해 생체 내 실험에 액세스하기가 매우 어렵다.

뇌 슬라이스(~100-500 μm 두께)는 동일한 슬라이스2,3,4,5,6,7,8,9내에 포함된 연결된 뉴런의 물리적 분리로 인해 청각 뇌간 회로를 포함한 뇌 회로를 연구하는 데 오랫동안 사용되어 왔다. 훨씬 두꺼운 슬라이스(>1mm)를 이용한 실험은 내측 우수한 올리브10,11을포함한 우수한 올리보리 복합체(SOC)의 영역에서 양자 입력이 어떻게 통합되는지 이해하기 위해 다른 실험실에서 사용되고 있다. 이러한 슬라이스는 청각 신경(AN)의 축삭이 슬라이스 내에서 그대로 유지되고 CN에서 시냅스 신경 전달 물질 방출을 시작하기 위해 전기적으로 자극되어 소리에 반응할 것처럼 1차 청각 뉴런의 활성을 모방하도록 제조하였다. 이러한 두꺼운 조각의 한 가지 주요 단점은 패치 클램프 전기 생리적 기록 (“패치”)에 대한 뉴런의 가시성입니다. 이 지역의 수많은 축축이12세,13세,14세,15세로발근해지면서 전형적이고 얇은 뇌 슬라이스에서도 조직이 광학적으로 조밀해지고 모호한 뉴런을 만들기 때문에 패치가 점점 더 어려워집니다. 우리의 목표는 생체 내 레코딩의 회로 연결성과 더 밀접하게 유사한 체외 제제를 만드는 것이지만, 뇌 슬라이스에서 시각적으로 유도된 패치 클램프 전기생리학의 고처리량 및 고해상도 레코딩 능력을 가지고 있습니다.

우리의 실험실은 MOC 신경세포를 포함하여 청각 efferent 시스템의 뉴런의 생리학을 조사합니다. 이러한 콜린성 뉴런은 외부 모발 세포(OHCs)16,17,18,19,20의활성을 조절함으로써 달팽이관에 대한 효과적인 피드백을 제공한다. 이전 연구는 이 변조가 달팽이관21,22,23, 24,25,26 및 음향 외상으로부터 의보호27,28,29,30,31,32,33에서이득 제어에 중요한 역할을 한다는것을보여주었다. 마우스에서, MOC 뉴런은 청각 뇌간1에서사다리꼴 본체(VNTB)의 복부 핵에 확산적으로 위치한다. 우리 그룹은 tdTomato 리포터 마우스 라인과 교차하는 ChAT-IRES-Cre 마우스 라인을 활용하여 상피 조명 아래 뇌간 슬라이스에서 MOC 뉴런을 표적으로 삼았습니다. 우리는 MOC 뉴런이 트라페조이드 체의 ipsilateral 내측 핵으로부터 발포성 억제 입력을 수신한다는 것을 보여주었습니다 (MNTB), 이는 차례로, 반대로 달팽이관 핵 (CN)34,35,36,37, 38에서구형 부시 세포 (GBC)에서 축삭에 의해 흥분된다. 추가적으로, MOC 뉴런은 아마도 반대로 CN39,40,41에서T-stellate 세포로부터 그들의 흥분입력을수신합니다. 종합, 이러한 연구는 MOC 뉴런이 동일한 (contralateral) 귀에서 파생된 흥분성 및 억제 입력을 모두 수신하는 것으로 나타났습니다. 그러나, 전시냅스 뉴런, 그리고 MOC 뉴런에 수렴하는 그들의 축축은, 일반적인 관상 슬라이스 준비에서 완전히 손상될 만큼 서로 충분히 가깝지 않습니다. MOC 뉴런에 시냅스 입력의 통합이 그들의 작용 잠재적인 발사 패턴에 어떻게 영향을 미치는지 조사하기 위하여, 새로 설명한 억제에 초점으로, 우리는 우리가 가능한 가장 생리적으로 현실적인 방법으로 한 귀에서 MOC 뉴런에 다양한 흡수를 자극할 수 있는 준비를 개발했습니다, 그러나 체외 뇌 슬라이스 실험의 기술적 이점.

웨지 슬라이스는 MOC 뉴런의 회로 통합을 조사하도록 설계된 수정된 두꺼운 슬라이스 제제입니다(도 1A에서스키마화). 슬라이스의 두꺼운 측면에, 웨지는 청각 신경의 절단 된 축삭을 포함 (이하 “청각 신경 뿌리”라고) 그들은 CN에서 주변과 시냅스에서 뇌간을 입력으로. 청각 신경 근은 완전히손상된 CN42,43,44,45, 46의세포의 신경 전달물질 방출 및 시냅스 활성화를 연상시키는 전기적으로 자극될 수 있다. 이 자극 형식은 회로 분석에 몇 가지 이점이 있습니다. 첫째, MOC 뉴런에 대한 포심 입력을 제공하는 T-stellate 및 GBC 축축을 직접 자극하는 대신 CN에 풍부한 본질회로의 활성화를 허용하도록 AN을 자극합니다. 이러한 회로는 MOC 뉴런46,47,48,49,50,51을포함하여 뇌 전체의 표적에 CN 뉴런의출력을조절한다. 둘째, MOC 뉴런의 CN 업스트림을 통해 AN으로부터 포퍼런트 회로의 다형성 활성화를 통해 청각 자극 중에 생체 내에서와 마찬가지로 이러한 시냅스에서 보다 자연스러운 활성화 타이밍과 가소성이 발생할 수 있습니다. 셋째, 자극 패턴을 다양하게 하여 AN 활동을 모방할 수 있습니다. 마지막으로, MOC 뉴런에 대한 흥분성 및 억제 모년 투영은 쐐기 조각에 그대로 있으며, 이들의 통합은 패치 클램프 전기생리학의 정밀도로 MOC 뉴런에서 측정될 수 있다. 전체적으로, 이 활성화 계획은 일반적인 두뇌 슬라이스 준비에 비해 MOC 뉴런에 더 온전한 회로를 제공합니다. 이러한 뇌간 쐐기 슬라이스는 측면 우수한 올리브, 우수한 올리보리 핵 및 내측 우수한 올리브10,11,52,53,54,55,56을포함하는 ipsilateral MNTB로부터 억제 입력을 받는 다른 청각영역을조사하는 데 에도 사용될 수있다. 우리의 특정 준비를 넘어, 이 슬라이스 방법은 장거리 입력의 연결을 유지하고 다양한 단세포 해상도 전기 생리학 또는 이미징 기술에 대한 뉴런의 시각화를 개선하는 이점을 가진 다른 시스템을 평가하기 위해 사용하거나 수정할 수 있습니다.

이 프로토콜은 진동 단계 또는 플랫폼을 사용하여 약 15°기울어질 수 있어야 합니다. 여기서 우리는 “스테이지”가 오목한 자기 “스테이지 베이스”에 구부러진 바닥이있는 금속 디스크인 상업적으로 사용 가능한 2 피스 자기 단계를 사용합니다. 그런 다음 스테이지를 이동하여 슬라이스 각도를 조정할 수 있습니다. 스테이지 베이스의 동심 원은 각도를 재현적으로 추정하는 데 사용됩니다. 스테이지 및 스테이지 베이스는 자력 스테이지 베이스를 회전할 수 있는 슬라이싱 챔버에 배치됩니다.

Protocol

모든 실험 절차는 청각 장애 및 기타 통신 장애 동물 관리 및 사용위원회에 신경 장애 및 뇌졸중 / 국립 연구소의 국립 연구소에 의해 승인되었다. 1. 실험 적 준비 참고: 슬라이스 용액, 슬라이스 온도, 슬라이스 인큐베이션 온도 및 장치(등)를 포함한 슬라이스 제제에 대한 세부 사항은 이 실험에서 수행된 뇌간 제제에 특이적이다. 슬라이스 인큐베이션 세?…

Representative Results

웨지 슬라이스의 조직학적 검사청각 뇌간 뉴런 기능에 대한 당사의 조사를 위해, 웨지 슬라이스 제제는 기록(도 1B에도시된 예시 슬라이스)을 표적으로 한 MOC 뉴런에 청각 신경 근과 CN 모순을 포함하도록 설계되었다. 초기 조직학적 검사는 슬라이스가 회로 활성화에 필요한 핵을 포함하고 축축투영이 손상되지 않음을 확인하는 것이 중요하다. CN 내의 두 세포…

Discussion

여기에 설명된 슬라이스 절차는 웨지 슬라이스라고 불리는 것은 그대로 사전 시냅스 뉴런 회로를 유지하기위한 강력한, 하지만 신경 기능의 분석을위한 뇌 슬라이스 실험의 접근성. 회로 분석 준비의 유용성을 극대화하기 위해 몇 가지 초기 단계에서 세심한 주의를 기울여야 합니다. 웨지의 치수는 조직학적 검사를 사용하여 확인되어야 하며, 이는 사전 시냅스 핵과 축삭 투영이 준비된 쐐기 슬?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 NIH, NIDCD, Z01 DC000091 (CJCW)의 교내 연구 프로그램에 의해 지원되었습니다.

Materials

Experimental Preparations
Agar, powder Fisher Scientific BP1423500 4% agar block used to stabilize brain tissue during vibratome sectioning
AlexaFluor Hydrazide 488 Invitrogen A10436 Fluorophore used in internal solution to confirm successful MOC neuron patch
Analytical Balance Geneses Scientific (Intramalls) AV114 Weighing chemicals
Double edged razor blade Ted Pella 121-6 Vibratome cutting blade
Kynurenic acid (5g) Sigma Aldrich K3375-5G Slicing ACSF additive used to reduce neuron activity during dissection and slicing in order to improve tissue health for patch clamping
pH Meter Fisher Scientific (Intramalls) 13-620-451 Solution pH tester
Plastic petri dishes 100mm dia X 20mm Fisher Scientific (Intramalls) 12-556-002 4% Agar Prep
Stirring Hotplate Fisher Scientific (Intramalls) 11-500-150 Heating for 4% Agar preparation
Dissection and Slicing
Biocytin Sigma Aldrich B4261-250MG Chemical used for axonal tracing (conjugated to Streptavidin 488)
Dissecting Microscope Amscope SM-1BN For precision dissection during brain removal
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 11252-20 Fine forceps dissection tool
Economy tweezers #3 WPI 501976 Forceps dissection tool
Glass Petri Dish 150mm dia x 15mm H Fisher Scientific (Intramalls) 08-747E Dissection dish
Interface paper (203 X 254mm PCTE Membrane 10um) Thomas Scientific 1220823 Slice incubation/biocytin application
Leica VT1200S Vibratome Leica 1491200S001 Vibratome for wedge slice sectioning
Mayo scissors Roboz RS-6872 Dissection tool
Single-edged carbon steel blades Fisher Scientific (Intramalls) 12-640 Razor blade for dissection
Specimen disc, orienting Leica 14048142068 Specialized vibratome stage for reproducible tilting
Spoonula FisherSci 14-375-10 Dissection tool
Super Glue Newegg 15187 Used for glueing tissue to vibratome stage
Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 91500-09 Dissection tool
Electrophysiology
A1R Upright Confocal Microscope Nikon Instruments Electrophysiology and imaging microscope, can be any microscope compatible with electrophysiology
Electrode Borosilicate glass w/ Filament OD 1.5mm, ID 1.1mm, 10 cm long Sutter Instrument BF150-110-10 Patch clamping pipette glass
Electrode Filler MicroFil WPI CMF20G Patch electrode pipette filler
In-line solution heater Warner Instruments (GSAdvantage) SH-27B Slice perfusion system heater
Multi-Micromanipulator Systems Sutter Intruments MPC-200 with MP285 Micromanipulators for patch clamp and stimulation electrode placement
P-1000 horizontal pipette puller for glass micropipettes Sutter instruments FG-P1000 Patch clamp pipetter puller
Patch-clamp amplifier and Software HEKA EPC-10 / Patchmaster Next Can be any amplifier/software
Recording Chamber Warner Instruments RC26G Slice "bath" during recording
Recording Chamber Harp Warner Instruments 640253 Stablizes slice during electrophysiology recording
Slice Incubation Chamber Custom Build Heated, oxygenated holding chamber for slices during recovery after slicing
Stimulus isolation unit A.M.P.I. Iso-Flex Stimulus isolation unit for electrophysiology
Syringe 60CC Fischer Scientific (Intramalls) 14-820-11 Electrophysiology perfusion fluid handling
Temperature controller Warner Instruments (GSAdvantage) TC-324C Slice perfusion system temperature controller
Tubing 1/8 OD 1/16 ID Fischer Scientific (Intramalls) 14-171-129 Electrophysiology perfusion fluid handling
Tugsten concentric bipolar microelectrode WPI TM33CCINS Stimulating electrode for electrophysiology
Histology
24 well Plate Fisher Scientific (Intramalls) 12-556006 Histology slice collection and immunostaining
Alexa Fluor 488 Streptavidin Jackson Immuno labs 016-540-084 Secondary antibody for biocytin visualization
Corning Orbital Shaker Sigma CLS6780FP Shaker for immunohistochemistry agitation
Cresyl Violet Acetate Sigma Aldrich (Intramalls) C5042-10G Cellular stain for histology
Disposable Microtome Blades Fisher Scientific 22-210-052 Sliding microtome blade
Filter-syringe Nalgene 4mm Cellulose Acetate 0.2um Fisher Scientific (Intramalls) 09-740-34A Syringe filter for filling recording pipettes with internal solution
Fluoromount-G Slide Mounting Medium Fisher Scientific OB100-01 Immunohistochemistry fluorescence mounting medium
glass slide staining dish with rack Fisher Scientific (Intramalls) 08-812 Cresyl Violet staining chamber
Microm HM450 Sliding Microtome ThermoFisher 910020 Freezing microtome for histology
Microscope Cover Glasses: Rectangles 50mm X 24mm Fisher Scientific (Intramalls) 12-543D Histochemistry slide cover glass
Permount mounting medium Fisher Scientific SP15-100 Cresyl violet section mounting medium
Superfrost Slides Fisher Scientific 22-034980 Histology slides
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Campbell, J. P., Henson, M. M. Olivocochlear neurons in the brainstem of the mouse. Hearing Research. 35 (2-3), 271-274 (1988).
  2. Grothe, B., Sanes, D. H. Synaptic inhibition influences the temporal coding properties of medial superior olivary neurons: An in vitro study. Journal of Neuroscience. 14, 1701-1709 (1994).
  3. Kotak, V. C., Sanes, D. H. Long-lasting inhibitory synaptic depression is age- and calcium-dependent. Journal of Neuroscience. 20 (15), 5820-5826 (2000).
  4. Smith, A. J., Owens, S., Forsythe, I. D. Characterisation of inhibitory and excitatory postsynaptic currents of the rat medial superior olive. The Journal of Physiology. 529 (3), 681-698 (2000).
  5. Scott, L. L., Mathews, P. J., Golding, N. L. Posthearing developmental refinement of temporal processing in principal neurons of the medial superior olive. Journal of Neuroscience. 25 (35), 7887-7895 (2005).
  6. Fischl, M. J., Combs, T. D., Klug, A., Grothe, B., Burger, R. M. Modulation of synaptic input by GABAB receptors improves coincidence detection for computation of sound location. Journal of Physiology. 590 (13), 3047-3066 (2012).
  7. Clause, A., et al. The Precise Temporal Pattern of Prehearing Spontaneous Activity Is Necessary for Tonotopic Map Refinement. Neuron. 82 (4), 822-835 (2014).
  8. Oertel, D. Use of brain slices in the study of the auditory system: Spatial and temporal summation of synaptic inputs in cells in the anteroventral cochlear nucleus of the mouse. Journal of the Acoustical Society of America. 78 (1), 328-333 (1985).
  9. Hermann, J., Pecka, M., Von Gersdorff, H., Grothe, B., Klug, A. Synaptic transmission at the calyx of held under in vivo-like activity levels. Journal of Neurophysiology. 98 (2), 807-820 (2007).
  10. Jercog, P. E., Svirskis, G., Kotak, V. C., Sanes, D. H., Rinzel, J. Asymmetric excitatory synaptic dynamics underlie interaural time difference processing in the auditory system. PLoS Biology. 8 (6), 1000406 (2010).
  11. Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. A mechanistic understanding of the role of feedforward inhibition in the mammalian sound localization circuitry. Neuron. 78 (5), 923-935 (2013).
  12. Sinclair, J. L., et al. Sound-evoked activity influences myelination of brainstem axons in the trapezoid body. Journal of Neuroscience. 37 (34), 8239-8255 (2017).
  13. Wang, J., et al. Myelination of the postnatal mouse cochlear nerve at the peripheral-central nervous system transitional zone. Frontiers in Pediatrics. 1, 5-8 (2013).
  14. Long, P., Wan, G., Roberts, M. T., Corfas, G. Myelin development, plasticity, and pathology in the auditory system. Developmental Neurobiology. 78 (2), 80-92 (2018).
  15. Leão, R. M., et al. Presynaptic Na+ channels: Locus, development, and recovery from inactivation at a high-fidelity synapse. Journal of Neuroscience. 25 (14), 3724-3738 (2005).
  16. Fex, J. Efferent Inhibition in the Cochlea Related to Hair-Cell dc Activity: Study of Postsynaptic Activity of the Crossed Olivocochlear Fibres in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 41 (3), 666-675 (1967).
  17. Mountain, D. C. Changes in endolymphatic potential and crossed olivocochlear bundle stimulation alter cochlear mechanics. Science. 210 (4465), 71-72 (1980).
  18. Siegel, J. H., Kim, D. O. Efferent neural control of cochlear mechanics? Olivocochlear bundle stimulation affects cochlear biomechanical nonlinearity. Hearing Research. 6 (2), 171-182 (1982).
  19. Guinan, J. J. Cochlear efferent innervation and function. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 18 (5), 447-453 (2010).
  20. Elgoyhen, A. B., Katz, E. The efferent medial olivocochlear-hair cell synapse. Journal of Physiology-Paris. 106 (1-2), 47-56 (2012).
  21. Galambos, R. Suppression of auditory nerve activity by stimulation of efferent fibers to cochlea. Journal of Neurophysiology. 19 (5), 424-437 (1956).
  22. Desmedt, J. E. Auditory-Evoked Potentials from Cochlea to Cortex as Influenced by Activation of the Efferent OlivoCochlear Bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 34 (9), 1478-1496 (1962).
  23. Wiederhold, M. L., Kiang, N. Y. S. Effects of Electric Stimulation of the Crossed Olivocochlear Bundle on Single Auditory-Nerve Fibers in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 48 (4), 950-965 (1970).
  24. Wiederhold, M. L., Peake, W. T. Efferent Inhibition of Auditory-Nerve Responses: Dependence on Acoustic-Stimulus Parameters. Journal of the Acoustical Society of America. 40 (6), 1427-1430 (1966).
  25. Geisler, D. C. Hypothesis on the function of the crossed olivocochlear bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1908-1909 (1974).
  26. Guinan, J. J., Gifford, M. L. Effects of electrical stimulation of efferent olivocochlear neurons on cat auditory-nerve fibers. III. Tuning curves and thresholds at CF. Hearing Research. 37 (1), 29-45 (1988).
  27. Rajan, R. Involvement of cochlear efferent pathways in protective effects elicited with binaural loud sound exposure in cats. Journal of Neurophysiology. 74 (2), 582-597 (1995).
  28. Rajan, R. Effect of electrical stimulation of the crossed olivocochlear bundle on temporary threshold shifts in auditory sensitivity. II. Dependence on the level of temporary threshold shifts. Journal of Neurophysiology. 60 (2), 569-579 (1988).
  29. Reiter, E. R., Liberman, M. C. Efferent-mediated protection from acoustic overexposure: Relation to slow effects of olivocochlear stimulation. Journal of Neurophysiology. 73 (2), 506-514 (1995).
  30. Taranda, J., et al. A point mutation in the hair cell nicotinic cholinergic receptor prolongs cochlear inhibition and enhances noise protection. PLoS Biology. 7 (1), 1000018 (2009).
  31. Maison, S. F., Usubuchi, H., Liberman, C. M. Efferent feedback minimizes cochlear neuropathy from moderate noise exposure. Journal of Neuroscience. 33 (13), 5542-5552 (2013).
  32. Tong, H., et al. Protection from noise-induced hearing loss by Kv2. 2 potassium currents in the central medial olivocochlear system. Journal of Neuroscience. 33 (21), 9113-9121 (2013).
  33. Boero, L. E., et al. Enhancement of the medial olivocochlear system prevents hidden hearing loss. Journal of Neuroscience. 38 (34), 7440-7451 (2018).
  34. Spirou, G. A., Brownell, W. E., Zidanic, M. Recordings from cat trapezoid body and HRP labeling of globular bushy cell axons. Journal of Neurophysiology. 63 (5), 1169-1190 (1990).
  35. von Gersdorff, H., Borst, J. G. G. Short-term plasticity at the calyx of held. Nature Reviews Neuroscience. 3 (1), 53-64 (2002).
  36. Smith, P. H., Joris, P. X., Carney, L. H., Yin, T. C. T. Projections of physiologically characterized globular bushy cell axons from the cochlear nucleus of the cat. Journal of Comparative Neurology. 304 (3), 387-407 (1991).
  37. Kuwabara, N., DiCaprio, R. A., Zook, J. M. Afferents to the medial nucleus of the trapezoid body and their collateral projections. Journal of Comparative Neurology. 314 (4), 684-706 (1991).
  38. Friauf, E., Ostwald, J. Divergent projections of physiologically characterized rat ventral cochlear nucleus neurons as shown by intra-axonal injection of horseradish peroxidase. Experimental Brain Research. 73 (2), 263-284 (1988).
  39. De Venecia, R. K., Liberman, M. C., Guinan, J. J., Brown, M. C. Medial olivocochlear reflex interneurons are located in the posteroventral cochlear nucleus: A kainic acid lesion study in guinea pigs. Journal of Comparative Neurology. 487 (4), 345-360 (2005).
  40. Darrow, K. N., Benson, T. E., Brown, M. C. Planar multipolar cells in the cochlear nucleus project to medial olivocochlear neurons in mouse. Journal of Comparative Neurology. 520 (7), 1365-1375 (2012).
  41. Brown, M. C., De Venecia, R. K., Guinan, J. J. Responses of medial olivocochlear neurons: Specifying the central pathways of the medial olivocochlear reflex. Experimental Brain Research. 153 (4), 491-498 (2003).
  42. Wang, Y., Manis, P. B. Synaptic transmission at the cochlear nucleus endbulb synapse during age-related hearing loss in mice. Journal of Neurophysiology. 94 (3), 1814-1824 (2005).
  43. Golding, N. L., Robertson, D., Oertel, D. Recordings from slices indicate that octopus cells of the cochlear nucleus detect coincident firing of auditory nerve fibers with temporal precision. Journal of Neuroscience. 15 (4), 3138-3153 (1995).
  44. Ferragamo, M. J., Golding, N. L., Oertel, D. Synaptic inputs to stellate cells in the ventral cochlear nucleus. Journal of Neurophysiology. 79 (1), 51-63 (1998).
  45. Oertel, D. Synaptic responses and electrical properties of cells in brain slices of the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 3 (10), 2043-2053 (1983).
  46. Xie, R., Manis, P. B. Radiate and planar multipolar neurons of the mouse anteroventral cochlear nucleus: Intrinsic excitability and characterization of their auditory nerve input. Frontiers in Neural Circuits. 11, 1-17 (2017).
  47. Wu, S., Oertel, D. Inhibitory circuitry in the ventral cochlear nucleus is probably mediated by glycine. The Journal of Neuroscience. 6 (9), 2691-2706 (1986).
  48. Xie, R., Manis, P. B. Target-specific IPSC kinetics promote temporal processing in auditory parallel pathways. Journal of Neuroscience. 33 (4), 1598-1614 (2013).
  49. Wickesberg, R. E., Oertel, D. Delayed, frequency-specific inhibition in the cochlear nuclei of mice: A mechanism for monaural echo suppression. Journal of Neuroscience. 10 (6), 1762-1768 (1990).
  50. Campagnola, L., Manis, P. B. A map of functional synaptic connectivity in the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 34 (6), 2214-2230 (2014).
  51. Doucet, J. R., Ryugo, D. K. Projections from the ventral cochlear nucleus to the dorsal cochlear nucleus in rats. Journal of Comparative Neurology. 385 (2), 245-264 (1997).
  52. Kopp-Scheinpflug, C., et al. The sound of silence: Ionic mechanisms encoding sound termination. Neuron. 71 (5), 911-925 (2011).
  53. Alamilla, J., Gillespie, D. C. Maturation of Calcium-Dependent GABA, Glycine, and Glutamate Release in the Glycinergic MNTB-LSO Pathway. PLoS One. 8 (9), 0075688 (2013).
  54. Spangler, K. M., Warr, W. B., Henkel, C. K. The projections of principal cells of the medial nucleus of the trapezoid body in the cat. Journal of Comparative Neurology. 238 (3), 249-262 (1985).
  55. Kramer, F., et al. Inhibitory glycinergic neurotransmission in the mammalian auditory brainstem upon prolonged stimulation: Short-term plasticity and synaptic reliability. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-22 (2014).
  56. Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. The relative contributions of MNTB and LNTB neurons to inhibition in the medial superior olive assessed through single and paired recordings. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-14 (2014).
  57. Torres Cadenas, L., Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. Synaptic Inhibition of Medial Olivocochlear Efferent Neurons by Neurons of the Medial Nucleus of the Trapezoid Body. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 40 (3), 509-525 (2020).
  58. Brown, M. C., Mukerji, S., Drottar, M., Windsor, A. M., Lee, D. J. Identification of inputs to olivocochlear neurons using transneuronal labeling with pseudorabies virus (PRV). JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 14 (5), 703-717 (2013).
  59. Morest, D. K. The collateral system of the medial nucleus of the trapezoid body of the cat, its neuronal architecture and relation to the olivo-cochlear bundle. Brain Research. 9 (2), 288-311 (1968).
  60. Warr, B. W. Fiber degeneration following lesions in the multipolar and globular cell areas in the ventral cochlear nucleus of the cat. Brain Research. 40 (2), 247-270 (1972).
  61. Osen, K. K. Cytoarchitecture of the cochlear nuclei in the cat. Journal of Comparative Neurology. 136 (4), 453-483 (1969).
  62. Cant, N. B., Morest, D. K. The bushy cells in the anteroventral cochlear nucleus of the cat. A study with the electron microscope. Neurosciences. 4 (12), 1925-1945 (1979).
  63. Cant, N. B., Morest, D. K. Organization of the neurons in the anterior division of the anteroventral cochlear nucleus of the cat. Light-microscopic observations. Neurosciences. 4 (12), 1909-1923 (1979).
  64. Lauer, A. M., Connelly, C. J., Graham, H., Ryugo, D. K. Morphological Characterization of Bushy Cells and Their Inputs in the Laboratory Mouse (Mus musculus) Anteroventral Cochlear Nucleus. PLoS One. 8 (8), 1-16 (2013).
  65. Harrison, J. M., Warr, W. B. A study of the cochlear nuclei and ascending auditory pathways of the medulla. Journal of Comparative Neurology. 119 (3), 341-379 (1962).
  66. Robertson, D., Gummer, M. Physiological and morphological characterization of efferent neurones in the guinea pig cochlea. Hearing Research. 20 (1), 63-77 (1985).
  67. Bledsoe, S. C., et al. Ventral cochlear nucleus responses to contralateral sound are mediated by commissural and olivocochlear pathways. Journal of Neurophysiology. 102 (2), 886-900 (2009).
  68. Zhou, J., Zeng, C., Cui, Y., Shore, S. Vesicular glutamate transporter 2 is associated with the cochlear nucleus commissural pathway. JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 11 (4), 675-687 (2010).
  69. Kuenzel, T. Modulatory influences on time-coding neurons in the ventral cochlear nucleus. Hearing Research. 384, 107824 (2019).
  70. Cant, N. B., Gaston, K. C. Pathways connecting the right and left cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 212 (3), 313-326 (1982).
  71. Feliciano, M., Saldana, E., Mugnaini, E. Direct projections from the rat primary auditory neocortex to nucleus sagulum, paralemniscal regions, superior olivary complex and cochlear nuclei. Auditory Neuroscience. 1 (3), 287-308 (1995).
  72. Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Evidence for direct cortical innervation of medial olivocochlear neurones in rats. Hearing Research. 144 (1-2), 65-72 (2000).
  73. Schofield, B. R., Coomes, D. L. Pathways from auditory cortex to the cochlear nucleus in guinea pigs. Hearing Research. 216-217 (1-2), 81-89 (2006).
  74. Meltzer, N. E., Ryugo, D. K. Projections from auditory cortex to cochlear nucleus: A comparative analysis of rat and mouse. Anatomical Record – Part A Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology. 288 (4), 397-408 (2006).
  75. Schofield, B. R., Cant, N. B. Descending auditory pathways: Projections from the inferior colliculus contact superior olivary cells that project bilaterally to the cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 409 (2), 210-223 (1999).
  76. Thompson, A. M., Schofield, B. R. Afferent projections of the superior olivary complex. Microscopy Research and Technique. 51 (4), 330-354 (2000).
  77. Woods, C. I., Azeredo, W. J. Noradrenergic and serotonergic projections to the superior olive: Potential for modulation of olivocochlear neurons. Brain Research. 836 (1-2), 9-18 (1999).
  78. Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Morphological relationships of peptidergic and noradrenergic nerve terminals to olivocochlear neurones in the rat. Hearing Research. 144 (1-2), 53-64 (2000).
  79. Thompson, A. M., Thompson, G. C. Light microscopic evidence of serotoninergic projections to olivocochlear neurons in the bush baby (Otolemur garnettii). Brain Research. 695 (2), 263-266 (1995).
  80. Wang, X., Robertson, D. Substance P-induced inward current in identified auditory efferent neurons in rat brain stem slices. Journal of Neurophysiology. 80 (1), 218-229 (1998).
  81. Taberner, A. M., Liberman, M. C. Response properties of single auditory nerve fibers in the mouse. Journal of Neurophysiology. 93 (1), 557-569 (2005).
  82. Galambos, R., Davis, H. The response of single auditory-nerve stimulation. Journal of Neurophysiology. 6 (1), 39-57 (1943).
  83. Sachs, M. B., Abbas, P. J. Rate versus level functions for auditory-nerve fibers in cats: Tone-burst stimuli. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1835-1847 (1974).
  84. Zhang, X., Heinz, M. G., Bruce, I. C., Carney, L. H. A phenomenological model for the responses of auditory-nerve fibers: I. Nonlinear tuning with compression and suppression. The Journal of the Acoustical Society of America. 109 (2), 648-670 (2001).
  85. Zilany, M. S. A., Bruce, I. C., Carney, L. H. Updated parameters and expanded simulation options for a model of the auditory periphery. The Journal of the Acoustical Society of America. 135 (1), 283-286 (2014).
  86. Franken, T. P., Smith, P. H., Joris, P. X. In vivo whole-cell recordings combined with electron microscopy reveal unexpected morphological and physiological properties in the lateral nucleus of the trapezoid body in the auditory brainstem. Frontiers in Neural Circuits. 10, 1-20 (2016).

Tags

In VitroWedge SliceNeuronal Circuit ConnectivityBrain SlicePresynaptic CircuitryPatch Clamp RecordingsPharmacologyActivity ImagingHistologySkullBrain DissectionCranial NervesSpinal CordBrain Fixation
check_url/fr/61664?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. In Vitro Wedge Slice Preparation for Mimicking In Vivo Neuronal Circuit Connectivity. J. Vis. Exp. (162), e61664, doi:10.3791/61664 (2020).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image