في في المختبر إسفين شريحة التحضير لتقليد في اتصال الدائرة العصبية فيفو
Summary
يتم قياس تكامل المدخلات المتشابكة المتنوعة إلى الخلايا العصبية على أفضل نحو في إعداد يحافظ على جميع النوى قبل متشابك التوقيت الطبيعي ولدونة الدائرة، ولكن شرائح الدماغ عادة قطع العديد من الاتصالات. قمنا بتطوير شريحة الدماغ المعدلة لمحاكاة في نشاط الدائرة الجسمية مع الحفاظ على القدرة على التجريب في المختبر.
Abstract
في في المختبر شريحة تقنيات الفيزيولوجيا الكهربائية قياس نشاط خلية واحدة مع دقة دقيقة الكهربائية والزمانية. يجب أن تكون شرائح الدماغ رقيقة نسبيًا لتصور الخلايا العصبية والوصول إليها بشكل صحيح لقط اللصق أو التصوير ، ويقتصر الفحص المختبري للدوائر الدماغية على ما هو موجود فعليًا في الشريحة الحادة فقط. للحفاظ على فوائد التجريب شريحة في المختبر مع الحفاظ على جزء أكبر من النوى presynaptic، وضعنا إعداد شريحة جديدة. تم تصميم هذه “شريحة إسفين” لتسجيلات الفيزيولوجيا الكهربائية المشبك لتميز المدخلات المتنوعة التي تعتمد على الصوت إلى الخلايا العصبية أحادية الأمعاء (MOC) في جذع الدماغ. هذه الخلايا العصبية تلقي المدخلات الأولية afferent استثارة ومثبطة من الخلايا العصبية تنشيطها من قبل المحفزات في الأذن contralateralral ونواة القوقعة المقابلة (CN). تم تصميم شريحة الدماغ غير المتماثلة التي هي الأكثر سمكا في المجال الدوكوال روسترو على الحافة الجانبيه لنصف الكرة واحد ثم رقيقة نحو الحافة الجانبيه من نصف الكرة الأرضية المقابل. هذه الشريحة تحتوي, على الجانب السميك, جذر العصب السمعي نقل المعلومات حول المحفزات السمعية إلى الدماغ, الدوائر CN الجوهرية, وعلى حد سواء مثير disynaptic وtrisynaptic مسارات المثبطة التي تتلاقى على الخلايا العصبية موك contralateral. يتم إجراء التسجيل من الخلايا العصبية MOC على الجانب رقيقة من شريحة, حيث يتم تصورها باستخدام البصريات DIC للتجارب التصحيح المشبك نموذجي. يتم تنفيذ التحفيز المباشر للأعصاب السمعية عند دخولها إلى جذع الدماغ السمعي ، مما يسمح لنشاط الدائرة CN الجوهرية واللدونية متشابك أن يحدث في نقاط الاشتباك العصبي من الخلايا العصبية MOC. مع هذه التقنية، يمكن للمرء أن يحاكي في تنشيط الدائرة الكهربائية في الجسم الحي بأكبر قدر ممكن من القرب داخل شريحة. هذا إعداد شريحة إسفين ينطبق على دوائر الدماغ الأخرى حيث تحاليل الدوائر سوف تستفيد من الحفاظ على الاتصال المنبع والمدخلات طويلة المدى، في تركيبة مع المزايا التقنية من فيزيولوجيا شريحة في المختبر.
Introduction
يتم تنفيذ مراقبة نشاط الدوائر العصبية بشكل مثالي مع المدخلات الحسية الأصلية والتغذية المرتدة ، والاتصال السليم بين مناطق الدماغ ، في الجسم الحي. ومع ذلك ، فإن إجراء التجارب التي تعطي دقة الخلية الواحدة لوظيفة الدائرة العصبية لا يزال محدودًا بسبب التحديات التقنية في الدماغ السليم. بينما في الجسم الحي خارج الخلية electrophysiology أو طرق التصوير متعددة الصور يمكن استخدامها للتحقيق في النشاط في النظم العصبية سليمة، وتفسير كيفية دمج المدخلات المختلفة أو قياس المدخلات subthreshold متشابك يبقى من الصعب. في تسجيلات الخلية الكاملة في الجسم الحي تتغلب على هذه القيود ولكن تشكل تحديا لأداء، حتى في مناطق الدماغ التي يتم الوصول إليها بسهولة. تتضخم التحديات التقنية لتجارب دقة الخلايا المفردة في بعض مجموعات الخلايا العصبية التي تقع في عمق الدماغ، أو في مجموعات سكانية منتشرة مكانياً تتطلب إما أدوات جينية لتحديد مكان الخلايا في الجسم الحي (على سبيل المثال، التعبير الجيني للقناه البروتوpsين المقترن بتسجيل optrode) أو تحديد الهوية الهستوكيميائية بعد تسجيل العلامات (على سبيل المثال مع علامات خاصة بـ neurotransmission). يجري تقع على نحو منتشر بالقرب من السطح البطني للأدمغة, الخلايا العصبية olivocochlear الوسيط (MOC) تعاني من القيود المذكورة أعلاه1,مما يجعلها من الصعب للغاية للوصول لفي التجارب الحية.
شرائح الدماغ (~ 100-500 μm سمك) منذ فترة طويلة تستخدم لدراسة دوائر الدماغ، بما في ذلك الدوائر الدماغ السمعية، وذلك بسبب الفصل المادي للخلايا العصبية المتصلة التي ترد داخل نفس شريحة2،3،4،5،6،7،8،9. وقد استخدمت التجارب باستخدام شرائح أكثر سمكا بكثير (> 1 ملم) في مختبرات أخرى لفهم كيفية دمج المدخلات الثنائية في مناطق مجمع أوليفاري متفوقة (SOC) بما في ذلك الزيتون متفوقة الوسيط10،11. تم إعداد هذه الشرائح بحيث أن محاور عصبية من العصب السمعي (AN) ظلت سليمة داخل شريحة وحفزت كهربائيا لبدء إطلاق الناقل العصبي متشابك في CN, محاكاة نشاط الخلايا العصبية السمعية من الدرجة الأولى لأنها سوف تستجيب للصوت. عيب رئيسي واحد من هذه الشرائح سميكة هو رؤية الخلايا العصبية للتسجيلات الكهربائية التضيق المشبك (“الترقيع”). يصبح التصحيح صعبة بشكل متزايد كما تصبح محاور عصبية عديدة في هذا المجال النخاعي مع سن12,13,14,15, مما يجعل الأنسجة الخلايا العصبية الكثيفة بصريا وحجب حتى في نموذجي, شريحة الدماغ رقيقة. هدفنا هو خلق في تجهيزات في المختبر التي تشبه بشكل أوثق اتصال الدائرة في تسجيلات الجسم الحي، ولكن مع قدرات عالية الإنتاجية وتسجيل عالية الدقة من البصرية توجيه التصحيح المشبك الكهربائية الفيزيولوجيا في شرائح الدماغ.
مختبرنا يحقق في فسيولوجيا الخلايا العصبية في النظام السمعي الـإفرازي، بما في ذلك الخلايا العصبية MOC. هذه الخلايا العصبية الكولينية تقديم ردود الفعل efferent إلى قوقعة الأذن عن طريق تحوير نشاط خلايا الشعر الخارجي (OHCs)16,17,18,19,20. وقد أظهرت الدراسات السابقة أن هذا التشكيل يلعب دوراً في السيطرة على القوقعة21،22،23،24،25،26 والحماية من الصدمة الصوتية27،28،29،30،31،32،33. في الفئران، تقع الخلايا العصبية MOC منتشر في النواة البطنية من الجسم شبه المنحرف (VNTB) في الدماغ السمعي1. وقد استخدمت مجموعتنا خط الماوس ChAT-IRES-Cre عبر مع خط الماوس مراسل tdTomato لاستهداف الخلايا العصبية MOC في شرائح جذع الدماغ تحت الإضاءة الظهارة. أظهرنا أن الخلايا العصبية MOC تلقي مدخلات مثبطة afferent من نواة الوسيطة ipsilateral من الجسم شبه المنحرف (MNTB)، وهو متحمس، بدوره، من قبل محاور عصبية من الخلايا شجيرة كروية (GBC) في نواة القوقعة contralateral (CN)34،35،36،38. بالإضافة إلى ذلك, الخلايا العصبية MOC من المرجح تلقي مدخلاتها استثارة من الخلايا التي تى-ممتاز في الـ CN contralateralral39,40,41. معا، وتظهر هذه الدراسات الخلايا العصبية MOC تلقي كل من المدخلات الإثارة والمثبطة المستمدة من نفس الأذن (contralateralral). ومع ذلك، فإن الخلايا العصبية presynaptic، ومحور عصبيتها تتلاقى على الخلايا العصبية MOC، ليست قريبة جدا بما فيه الكفاية لبعضها البعض لتكون سليمة تماما في إعداد شريحة الإكلالية نموذجية. للتحقيق في كيفية دمج المدخلات متشابك لالخلايا العصبية MOC يؤثر على أنماط إطلاق النار المحتملة عملهم، مع التركيز على تثبيط وصفها حديثا، وضعنا إعداد التي يمكن أن تحفز afferents متنوعة إلى الخلايا العصبية MOC من أذن واحدة في الطريقة الأكثر واقعية من الناحية الفسيولوجية ممكن، ولكن مع الفوائد التقنية لتجارب شريحة الدماغ في المختبر.
شريحة إسفين هو إعداد شريحة سميكة معدلة مصممة للتحقيق في التكامل الدائرة في الخلايا العصبية MOC (المخطط في الشكل 1A). على الجانب السميك من الشريحة، يحتوي الإسفين على المحاور الحادة للأعصاب السمعية (التي يطلق عليها “جذر العصب السمعي” فيما بعد) عند دخولها جذع الدماغ من المحيط والمشابك في النفثالين. يمكن تحفيز جذر العصب السمعي كهربائيا لاستحضار الافراج عن الناقل العصبي وتفعيل متشابك من الخلايا من CN سليمة تماما42،43،44،45،46. هذا الشكل التحفيز له العديد من الفوائد لتحليل الدائرة. أولا، بدلا من تحفيز مباشرة من المحاور T-ممتاز و GBC التي توفر مدخلات من الداخل إلى الخلايا العصبية MOC، ونحن نحفز AN للسماح لتنشيط الدوائر الجوهرية وفيرة في CN. هذه الدوائر تعدل انتاج الخلايا العصبية CN لأهدافها في جميع أنحاء الدماغ، بما في ذلك الخلايا العصبية MOC46،47،48،49،50،51. ثانيا، التنشيط polysynaptic من الدوائر afferent من AN من خلال المنبع CN من الخلايا العصبية MOC يسمح لتوقيت التنشيط أكثر طبيعية ولدونة أن يحدث في هذه نقاط الاشتباك العصبي كما يفعلون في الجسم الحي خلال التحفيز السمعي. ثالثاً، يمكننا أن نختلف أنماط التحفيز لدينا لمحاكاة نشاط AN. وأخيرا، كل من الإسقاطات الإثارة والمثبطة إلى الخلايا العصبية MOC سليمة في شريحة إسفين، ويمكن قياس تكاملها في الخلايا العصبية MOC مع دقة الفيزيولوجيا الكهربائية التصحيح المشبك. ككل، يوفر هذا المخطط التنشيط دائرة أكثر سلامة إلى الخلايا العصبية MOC مقارنة بإعداد شريحة الدماغ نموذجية. ويمكن أيضا أن تستخدم هذه الشريحة إسفين جذع الدماغ للتحقيق في المناطق السمعية الأخرى التي تتلقى مدخلات المثبطة من IPSilateral MNTB بما في ذلك الزيتون الجانبي متفوقة، نواة أوليفاري متفوقة والزيتون متفوقة وسيطة10،11،52،53،54،55،56. أبعد من إعدادنا محددة، يمكن استخدام هذه الطريقة تشريح أو تعديل لتقييم أنظمة أخرى مع فوائد الحفاظ على الاتصال من المدخلات طويلة المدى وتحسين التصور من الخلايا العصبية لمجموعة متنوعة من الخلايا وحيدة الدقة الكهربائية أو تقنيات التصوير.
يتطلب هذا البروتوكول استخدام مرحلة هزاز أو منصة يمكن إمالة حوالي 15 درجة. هنا نستخدم مرحلة مغناطيسية متاحة تجاريا 2 قطعة حيث “المرحلة” هو قرص معدني مع أسفل منحني وضعت في “قاعدة مرحلة المرحلة” مقعرة المغناطيسي. يمكن بعد ذلك أن يتم نقل المرحلة لضبط زاوية الشريحة. وتستخدم الدوائر متحدة المركز على قاعدة المرحلة لتقدير زاوية reproducibly. يتم وضع مرحلة وقاعدة المرحلة في غرفة تشريح، حيث يمكن أيضا قاعدة المرحلة المغناطيسية يمكن أن تكون استدارة.
Protocol
Representative Results
Discussion
الإجراء تشريح وصفها هنا يطلق شريحة إسفين قوية للحفاظ على الدوائر العصبية presynaptic سليمة، ولكن مع إمكانية الوصول إلى تجربة شريحة الدماغ لتحليل وظيفة الخلايا العصبية. يجب توخي الحذر الشديد في عدة خطوات أولية من أجل تعظيم فائدة التحضير لتحليل الدوائر. يجب تأكيد أبعاد الإسفين باستخدام الفحص ال…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وقد دعم هذا البحث من قبل برنامج البحوث داخل الثقافات من المعاهد القومية للصحة، NIDCD، Z01 DC000091 (CJCW).
Materials
| Experimental Preparations | |||
| Agar, powder | Fisher Scientific | BP1423500 | 4% agar block used to stabilize brain tissue during vibratome sectioning |
| AlexaFluor Hydrazide 488 | Invitrogen | A10436 | Fluorophore used in internal solution to confirm successful MOC neuron patch |
| Analytical Balance | Geneses Scientific (Intramalls) | AV114 | Weighing chemicals |
| Double edged razor blade | Ted Pella | 121-6 | Vibratome cutting blade |
| Kynurenic acid (5g) | Sigma Aldrich | K3375-5G | Slicing ACSF additive used to reduce neuron activity during dissection and slicing in order to improve tissue health for patch clamping |
| pH Meter | Fisher Scientific (Intramalls) | 13-620-451 | Solution pH tester |
| Plastic petri dishes 100mm dia X 20mm | Fisher Scientific (Intramalls) | 12-556-002 | 4% Agar Prep |
| Stirring Hotplate | Fisher Scientific (Intramalls) | 11-500-150 | Heating for 4% Agar preparation |
| Dissection and Slicing | |||
| Biocytin | Sigma Aldrich | B4261-250MG | Chemical used for axonal tracing (conjugated to Streptavidin 488) |
| Dissecting Microscope | Amscope | SM-1BN | For precision dissection during brain removal |
| Dumont #5 Forceps | Fine Science Tools | 11252-20 | Fine forceps dissection tool |
| Economy tweezers #3 | WPI | 501976 | Forceps dissection tool |
| Glass Petri Dish 150mm dia x 15mm H | Fisher Scientific (Intramalls) | 08-747E | Dissection dish |
| Interface paper (203 X 254mm PCTE Membrane 10um) | Thomas Scientific | 1220823 | Slice incubation/biocytin application |
| Leica VT1200S Vibratome | Leica | 1491200S001 | Vibratome for wedge slice sectioning |
| Mayo scissors | Roboz | RS-6872 | Dissection tool |
| Single-edged carbon steel blades | Fisher Scientific (Intramalls) | 12-640 | Razor blade for dissection |
| Specimen disc, orienting | Leica | 14048142068 | Specialized vibratome stage for reproducible tilting |
| Spoonula | FisherSci | 14-375-10 | Dissection tool |
| Super Glue | Newegg | 15187 | Used for glueing tissue to vibratome stage |
| Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 91500-09 | Dissection tool |
| Electrophysiology | |||
| A1R Upright Confocal Microscope | Nikon Instruments | Electrophysiology and imaging microscope, can be any microscope compatible with electrophysiology | |
| Electrode Borosilicate glass w/ Filament OD 1.5mm, ID 1.1mm, 10 cm long | Sutter Instrument | BF150-110-10 | Patch clamping pipette glass |
| Electrode Filler MicroFil | WPI | CMF20G | Patch electrode pipette filler |
| In-line solution heater | Warner Instruments (GSAdvantage) | SH-27B | Slice perfusion system heater |
| Multi-Micromanipulator Systems | Sutter Intruments | MPC-200 with MP285 | Micromanipulators for patch clamp and stimulation electrode placement |
| P-1000 horizontal pipette puller for glass micropipettes | Sutter instruments | FG-P1000 | Patch clamp pipetter puller |
| Patch-clamp amplifier and Software | HEKA | EPC-10 / Patchmaster Next | Can be any amplifier/software |
| Recording Chamber | Warner Instruments | RC26G | Slice "bath" during recording |
| Recording Chamber Harp | Warner Instruments | 640253 | Stablizes slice during electrophysiology recording |
| Slice Incubation Chamber | Custom Build | Heated, oxygenated holding chamber for slices during recovery after slicing | |
| Stimulus isolation unit | A.M.P.I. | Iso-Flex | Stimulus isolation unit for electrophysiology |
| Syringe 60CC | Fischer Scientific (Intramalls) | 14-820-11 | Electrophysiology perfusion fluid handling |
| Temperature controller | Warner Instruments (GSAdvantage) | TC-324C | Slice perfusion system temperature controller |
| Tubing 1/8 OD 1/16 ID | Fischer Scientific (Intramalls) | 14-171-129 | Electrophysiology perfusion fluid handling |
| Tugsten concentric bipolar microelectrode | WPI | TM33CCINS | Stimulating electrode for electrophysiology |
| Histology | |||
| 24 well Plate | Fisher Scientific (Intramalls) | 12-556006 | Histology slice collection and immunostaining |
| Alexa Fluor 488 Streptavidin | Jackson Immuno labs | 016-540-084 | Secondary antibody for biocytin visualization |
| Corning Orbital Shaker | Sigma | CLS6780FP | Shaker for immunohistochemistry agitation |
| Cresyl Violet Acetate | Sigma Aldrich (Intramalls) | C5042-10G | Cellular stain for histology |
| Disposable Microtome Blades | Fisher Scientific | 22-210-052 | Sliding microtome blade |
| Filter-syringe Nalgene 4mm Cellulose Acetate 0.2um | Fisher Scientific (Intramalls) | 09-740-34A | Syringe filter for filling recording pipettes with internal solution |
| Fluoromount-G Slide Mounting Medium | Fisher Scientific | OB100-01 | Immunohistochemistry fluorescence mounting medium |
| glass slide staining dish with rack | Fisher Scientific (Intramalls) | 08-812 | Cresyl Violet staining chamber |
| Microm HM450 Sliding Microtome | ThermoFisher | 910020 | Freezing microtome for histology |
| Microscope Cover Glasses: Rectangles 50mm X 24mm | Fisher Scientific (Intramalls) | 12-543D | Histochemistry slide cover glass |
| Permount mounting medium | Fisher Scientific | SP15-100 | Cresyl violet section mounting medium |
| Superfrost Slides | Fisher Scientific | 22-034980 | Histology slides |
References
- Campbell, J. P., Henson, M. M. Olivocochlear neurons in the brainstem of the mouse. Hearing Research. 35 (2-3), 271-274 (1988).
- Grothe, B., Sanes, D. H. Synaptic inhibition influences the temporal coding properties of medial superior olivary neurons: An in vitro study. Journal of Neuroscience. 14, 1701-1709 (1994).
- Kotak, V. C., Sanes, D. H. Long-lasting inhibitory synaptic depression is age- and calcium-dependent. Journal of Neuroscience. 20 (15), 5820-5826 (2000).
- Smith, A. J., Owens, S., Forsythe, I. D. Characterisation of inhibitory and excitatory postsynaptic currents of the rat medial superior olive. The Journal of Physiology. 529 (3), 681-698 (2000).
- Scott, L. L., Mathews, P. J., Golding, N. L. Posthearing developmental refinement of temporal processing in principal neurons of the medial superior olive. Journal of Neuroscience. 25 (35), 7887-7895 (2005).
- Fischl, M. J., Combs, T. D., Klug, A., Grothe, B., Burger, R. M. Modulation of synaptic input by GABAB receptors improves coincidence detection for computation of sound location. Journal of Physiology. 590 (13), 3047-3066 (2012).
- Clause, A., et al. The Precise Temporal Pattern of Prehearing Spontaneous Activity Is Necessary for Tonotopic Map Refinement. Neuron. 82 (4), 822-835 (2014).
- Oertel, D. Use of brain slices in the study of the auditory system: Spatial and temporal summation of synaptic inputs in cells in the anteroventral cochlear nucleus of the mouse. Journal of the Acoustical Society of America. 78 (1), 328-333 (1985).
- Hermann, J., Pecka, M., Von Gersdorff, H., Grothe, B., Klug, A. Synaptic transmission at the calyx of held under in vivo-like activity levels. Journal of Neurophysiology. 98 (2), 807-820 (2007).
- Jercog, P. E., Svirskis, G., Kotak, V. C., Sanes, D. H., Rinzel, J. Asymmetric excitatory synaptic dynamics underlie interaural time difference processing in the auditory system. PLoS Biology. 8 (6), 1000406 (2010).
- Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. A mechanistic understanding of the role of feedforward inhibition in the mammalian sound localization circuitry. Neuron. 78 (5), 923-935 (2013).
- Sinclair, J. L., et al. Sound-evoked activity influences myelination of brainstem axons in the trapezoid body. Journal of Neuroscience. 37 (34), 8239-8255 (2017).
- Wang, J., et al. Myelination of the postnatal mouse cochlear nerve at the peripheral-central nervous system transitional zone. Frontiers in Pediatrics. 1, 5-8 (2013).
- Long, P., Wan, G., Roberts, M. T., Corfas, G. Myelin development, plasticity, and pathology in the auditory system. Developmental Neurobiology. 78 (2), 80-92 (2018).
- Leão, R. M., et al. Presynaptic Na+ channels: Locus, development, and recovery from inactivation at a high-fidelity synapse. Journal of Neuroscience. 25 (14), 3724-3738 (2005).
- Fex, J. Efferent Inhibition in the Cochlea Related to Hair-Cell dc Activity: Study of Postsynaptic Activity of the Crossed Olivocochlear Fibres in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 41 (3), 666-675 (1967).
- Mountain, D. C. Changes in endolymphatic potential and crossed olivocochlear bundle stimulation alter cochlear mechanics. Science. 210 (4465), 71-72 (1980).
- Siegel, J. H., Kim, D. O. Efferent neural control of cochlear mechanics? Olivocochlear bundle stimulation affects cochlear biomechanical nonlinearity. Hearing Research. 6 (2), 171-182 (1982).
- Guinan, J. J. Cochlear efferent innervation and function. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 18 (5), 447-453 (2010).
- Elgoyhen, A. B., Katz, E. The efferent medial olivocochlear-hair cell synapse. Journal of Physiology-Paris. 106 (1-2), 47-56 (2012).
- Galambos, R. Suppression of auditory nerve activity by stimulation of efferent fibers to cochlea. Journal of Neurophysiology. 19 (5), 424-437 (1956).
- Desmedt, J. E. Auditory-Evoked Potentials from Cochlea to Cortex as Influenced by Activation of the Efferent OlivoCochlear Bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 34 (9), 1478-1496 (1962).
- Wiederhold, M. L., Kiang, N. Y. S. Effects of Electric Stimulation of the Crossed Olivocochlear Bundle on Single Auditory-Nerve Fibers in the Cat. The Journal of the Acoustical Society of America. 48 (4), 950-965 (1970).
- Wiederhold, M. L., Peake, W. T. Efferent Inhibition of Auditory-Nerve Responses: Dependence on Acoustic-Stimulus Parameters. Journal of the Acoustical Society of America. 40 (6), 1427-1430 (1966).
- Geisler, D. C. Hypothesis on the function of the crossed olivocochlear bundle. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1908-1909 (1974).
- Guinan, J. J., Gifford, M. L. Effects of electrical stimulation of efferent olivocochlear neurons on cat auditory-nerve fibers. III. Tuning curves and thresholds at CF. Hearing Research. 37 (1), 29-45 (1988).
- Rajan, R. Involvement of cochlear efferent pathways in protective effects elicited with binaural loud sound exposure in cats. Journal of Neurophysiology. 74 (2), 582-597 (1995).
- Rajan, R. Effect of electrical stimulation of the crossed olivocochlear bundle on temporary threshold shifts in auditory sensitivity. II. Dependence on the level of temporary threshold shifts. Journal of Neurophysiology. 60 (2), 569-579 (1988).
- Reiter, E. R., Liberman, M. C. Efferent-mediated protection from acoustic overexposure: Relation to slow effects of olivocochlear stimulation. Journal of Neurophysiology. 73 (2), 506-514 (1995).
- Taranda, J., et al. A point mutation in the hair cell nicotinic cholinergic receptor prolongs cochlear inhibition and enhances noise protection. PLoS Biology. 7 (1), 1000018 (2009).
- Maison, S. F., Usubuchi, H., Liberman, C. M. Efferent feedback minimizes cochlear neuropathy from moderate noise exposure. Journal of Neuroscience. 33 (13), 5542-5552 (2013).
- Tong, H., et al. Protection from noise-induced hearing loss by Kv2. 2 potassium currents in the central medial olivocochlear system. Journal of Neuroscience. 33 (21), 9113-9121 (2013).
- Boero, L. E., et al. Enhancement of the medial olivocochlear system prevents hidden hearing loss. Journal of Neuroscience. 38 (34), 7440-7451 (2018).
- Spirou, G. A., Brownell, W. E., Zidanic, M. Recordings from cat trapezoid body and HRP labeling of globular bushy cell axons. Journal of Neurophysiology. 63 (5), 1169-1190 (1990).
- von Gersdorff, H., Borst, J. G. G. Short-term plasticity at the calyx of held. Nature Reviews Neuroscience. 3 (1), 53-64 (2002).
- Smith, P. H., Joris, P. X., Carney, L. H., Yin, T. C. T. Projections of physiologically characterized globular bushy cell axons from the cochlear nucleus of the cat. Journal of Comparative Neurology. 304 (3), 387-407 (1991).
- Kuwabara, N., DiCaprio, R. A., Zook, J. M. Afferents to the medial nucleus of the trapezoid body and their collateral projections. Journal of Comparative Neurology. 314 (4), 684-706 (1991).
- Friauf, E., Ostwald, J. Divergent projections of physiologically characterized rat ventral cochlear nucleus neurons as shown by intra-axonal injection of horseradish peroxidase. Experimental Brain Research. 73 (2), 263-284 (1988).
- De Venecia, R. K., Liberman, M. C., Guinan, J. J., Brown, M. C. Medial olivocochlear reflex interneurons are located in the posteroventral cochlear nucleus: A kainic acid lesion study in guinea pigs. Journal of Comparative Neurology. 487 (4), 345-360 (2005).
- Darrow, K. N., Benson, T. E., Brown, M. C. Planar multipolar cells in the cochlear nucleus project to medial olivocochlear neurons in mouse. Journal of Comparative Neurology. 520 (7), 1365-1375 (2012).
- Brown, M. C., De Venecia, R. K., Guinan, J. J. Responses of medial olivocochlear neurons: Specifying the central pathways of the medial olivocochlear reflex. Experimental Brain Research. 153 (4), 491-498 (2003).
- Wang, Y., Manis, P. B. Synaptic transmission at the cochlear nucleus endbulb synapse during age-related hearing loss in mice. Journal of Neurophysiology. 94 (3), 1814-1824 (2005).
- Golding, N. L., Robertson, D., Oertel, D. Recordings from slices indicate that octopus cells of the cochlear nucleus detect coincident firing of auditory nerve fibers with temporal precision. Journal of Neuroscience. 15 (4), 3138-3153 (1995).
- Ferragamo, M. J., Golding, N. L., Oertel, D. Synaptic inputs to stellate cells in the ventral cochlear nucleus. Journal of Neurophysiology. 79 (1), 51-63 (1998).
- Oertel, D. Synaptic responses and electrical properties of cells in brain slices of the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 3 (10), 2043-2053 (1983).
- Xie, R., Manis, P. B. Radiate and planar multipolar neurons of the mouse anteroventral cochlear nucleus: Intrinsic excitability and characterization of their auditory nerve input. Frontiers in Neural Circuits. 11, 1-17 (2017).
- Wu, S., Oertel, D. Inhibitory circuitry in the ventral cochlear nucleus is probably mediated by glycine. The Journal of Neuroscience. 6 (9), 2691-2706 (1986).
- Xie, R., Manis, P. B. Target-specific IPSC kinetics promote temporal processing in auditory parallel pathways. Journal of Neuroscience. 33 (4), 1598-1614 (2013).
- Wickesberg, R. E., Oertel, D. Delayed, frequency-specific inhibition in the cochlear nuclei of mice: A mechanism for monaural echo suppression. Journal of Neuroscience. 10 (6), 1762-1768 (1990).
- Campagnola, L., Manis, P. B. A map of functional synaptic connectivity in the mouse anteroventral cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 34 (6), 2214-2230 (2014).
- Doucet, J. R., Ryugo, D. K. Projections from the ventral cochlear nucleus to the dorsal cochlear nucleus in rats. Journal of Comparative Neurology. 385 (2), 245-264 (1997).
- Kopp-Scheinpflug, C., et al. The sound of silence: Ionic mechanisms encoding sound termination. Neuron. 71 (5), 911-925 (2011).
- Alamilla, J., Gillespie, D. C. Maturation of Calcium-Dependent GABA, Glycine, and Glutamate Release in the Glycinergic MNTB-LSO Pathway. PLoS One. 8 (9), 0075688 (2013).
- Spangler, K. M., Warr, W. B., Henkel, C. K. The projections of principal cells of the medial nucleus of the trapezoid body in the cat. Journal of Comparative Neurology. 238 (3), 249-262 (1985).
- Kramer, F., et al. Inhibitory glycinergic neurotransmission in the mammalian auditory brainstem upon prolonged stimulation: Short-term plasticity and synaptic reliability. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-22 (2014).
- Roberts, M. T., Seeman, S. C., Golding, N. L. The relative contributions of MNTB and LNTB neurons to inhibition in the medial superior olive assessed through single and paired recordings. Frontiers in Neural Circuits. 8, 1-14 (2014).
- Torres Cadenas, L., Fischl, M. J., Weisz, C. J. C. Synaptic Inhibition of Medial Olivocochlear Efferent Neurons by Neurons of the Medial Nucleus of the Trapezoid Body. The Journal of neuroscience the official journal of the Society for Neuroscience. 40 (3), 509-525 (2020).
- Brown, M. C., Mukerji, S., Drottar, M., Windsor, A. M., Lee, D. J. Identification of inputs to olivocochlear neurons using transneuronal labeling with pseudorabies virus (PRV). JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 14 (5), 703-717 (2013).
- Morest, D. K. The collateral system of the medial nucleus of the trapezoid body of the cat, its neuronal architecture and relation to the olivo-cochlear bundle. Brain Research. 9 (2), 288-311 (1968).
- Warr, B. W. Fiber degeneration following lesions in the multipolar and globular cell areas in the ventral cochlear nucleus of the cat. Brain Research. 40 (2), 247-270 (1972).
- Osen, K. K. Cytoarchitecture of the cochlear nuclei in the cat. Journal of Comparative Neurology. 136 (4), 453-483 (1969).
- Cant, N. B., Morest, D. K. The bushy cells in the anteroventral cochlear nucleus of the cat. A study with the electron microscope. Neurosciences. 4 (12), 1925-1945 (1979).
- Cant, N. B., Morest, D. K. Organization of the neurons in the anterior division of the anteroventral cochlear nucleus of the cat. Light-microscopic observations. Neurosciences. 4 (12), 1909-1923 (1979).
- Lauer, A. M., Connelly, C. J., Graham, H., Ryugo, D. K. Morphological Characterization of Bushy Cells and Their Inputs in the Laboratory Mouse (Mus musculus) Anteroventral Cochlear Nucleus. PLoS One. 8 (8), 1-16 (2013).
- Harrison, J. M., Warr, W. B. A study of the cochlear nuclei and ascending auditory pathways of the medulla. Journal of Comparative Neurology. 119 (3), 341-379 (1962).
- Robertson, D., Gummer, M. Physiological and morphological characterization of efferent neurones in the guinea pig cochlea. Hearing Research. 20 (1), 63-77 (1985).
- Bledsoe, S. C., et al. Ventral cochlear nucleus responses to contralateral sound are mediated by commissural and olivocochlear pathways. Journal of Neurophysiology. 102 (2), 886-900 (2009).
- Zhou, J., Zeng, C., Cui, Y., Shore, S. Vesicular glutamate transporter 2 is associated with the cochlear nucleus commissural pathway. JARO – Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 11 (4), 675-687 (2010).
- Kuenzel, T. Modulatory influences on time-coding neurons in the ventral cochlear nucleus. Hearing Research. 384, 107824 (2019).
- Cant, N. B., Gaston, K. C. Pathways connecting the right and left cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 212 (3), 313-326 (1982).
- Feliciano, M., Saldana, E., Mugnaini, E. Direct projections from the rat primary auditory neocortex to nucleus sagulum, paralemniscal regions, superior olivary complex and cochlear nuclei. Auditory Neuroscience. 1 (3), 287-308 (1995).
- Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Evidence for direct cortical innervation of medial olivocochlear neurones in rats. Hearing Research. 144 (1-2), 65-72 (2000).
- Schofield, B. R., Coomes, D. L. Pathways from auditory cortex to the cochlear nucleus in guinea pigs. Hearing Research. 216-217 (1-2), 81-89 (2006).
- Meltzer, N. E., Ryugo, D. K. Projections from auditory cortex to cochlear nucleus: A comparative analysis of rat and mouse. Anatomical Record – Part A Discoveries in Molecular, Cellular, and Evolutionary Biology. 288 (4), 397-408 (2006).
- Schofield, B. R., Cant, N. B. Descending auditory pathways: Projections from the inferior colliculus contact superior olivary cells that project bilaterally to the cochlear nuclei. Journal of Comparative Neurology. 409 (2), 210-223 (1999).
- Thompson, A. M., Schofield, B. R. Afferent projections of the superior olivary complex. Microscopy Research and Technique. 51 (4), 330-354 (2000).
- Woods, C. I., Azeredo, W. J. Noradrenergic and serotonergic projections to the superior olive: Potential for modulation of olivocochlear neurons. Brain Research. 836 (1-2), 9-18 (1999).
- Mulders, W. H. A. M., Robertson, D. Morphological relationships of peptidergic and noradrenergic nerve terminals to olivocochlear neurones in the rat. Hearing Research. 144 (1-2), 53-64 (2000).
- Thompson, A. M., Thompson, G. C. Light microscopic evidence of serotoninergic projections to olivocochlear neurons in the bush baby (Otolemur garnettii). Brain Research. 695 (2), 263-266 (1995).
- Wang, X., Robertson, D. Substance P-induced inward current in identified auditory efferent neurons in rat brain stem slices. Journal of Neurophysiology. 80 (1), 218-229 (1998).
- Taberner, A. M., Liberman, M. C. Response properties of single auditory nerve fibers in the mouse. Journal of Neurophysiology. 93 (1), 557-569 (2005).
- Galambos, R., Davis, H. The response of single auditory-nerve stimulation. Journal of Neurophysiology. 6 (1), 39-57 (1943).
- Sachs, M. B., Abbas, P. J. Rate versus level functions for auditory-nerve fibers in cats: Tone-burst stimuli. Journal of the Acoustical Society of America. 56 (6), 1835-1847 (1974).
- Zhang, X., Heinz, M. G., Bruce, I. C., Carney, L. H. A phenomenological model for the responses of auditory-nerve fibers: I. Nonlinear tuning with compression and suppression. The Journal of the Acoustical Society of America. 109 (2), 648-670 (2001).
- Zilany, M. S. A., Bruce, I. C., Carney, L. H. Updated parameters and expanded simulation options for a model of the auditory periphery. The Journal of the Acoustical Society of America. 135 (1), 283-286 (2014).
- Franken, T. P., Smith, P. H., Joris, P. X. In vivo whole-cell recordings combined with electron microscopy reveal unexpected morphological and physiological properties in the lateral nucleus of the trapezoid body in the auditory brainstem. Frontiers in Neural Circuits. 10, 1-20 (2016).
