내 마우스가 임신? 고주파 초음파 평가
Summary
고해상도 초음파는 임신 상태, 임신 연령 및 임신 손실을 결정하여 임신 시간 임신 마우스를 요구하는 실험을 간소화하는 데 도움이 될 수 있습니다. 여기에 제시된 것은 임신을 모방할 수 있는 잠재적인 함정 (이미지 아티팩트)뿐만 아니라 마우스 임신을 평가하는 방법을 설명하는 프로토콜입니다.
Abstract
마우스는 많은 인간 질병 및 생물학적 과정에 대한 선택의 포유류 동물 모델입니다. 발달 생물학은 수시로 각종 시점에서 진화하는 프로세스를 결정하기 위하여 단계적 임신 마우스를 요구합니다. 더욱이, 모형 마우스의 최적이고 능률적인 사육은 시간 시간 임신의 평가가 필요합니다. 가장 일반적으로, 마우스는 하룻밤 짝짓기되고, 질 플러그의 존재가 결정된다; 그러나 이 기술의 긍정적 예측 값은 최적이 지 않으며 마우스가 진정으로 임신했는지 알기 위해 기다려야 합니다. 고해상도 초음파 생체 현미경 검사는 이미징을위한 효과적이고 효율적인 도구입니다 : 1) 마우스가 임신했는지 여부; 2) 마우스가 도달 한 임신 단계; 및 3) 자궁 내 손실이 있는지 여부. 배아와 태아 이외에, 조사관은 또한 중력 자궁을 위해 이것을 착각하지 않도록 복강에 있는 일반적인 유물을 인식해야 합니다. 이 문서에서는 예시 예제와 함께 이미징을 위한 프로토콜을 제공합니다.
Introduction
마우스는 많은 인간 질환 및 생물학적 과정에 바람직한 포유류모델1,2,3,4이다. 발달 생물학 연구는 종종 다양한 시점에서 진화 하는 과정을 결정 하기 위해 단계적 임신 마우스 필요5,6,7,8. 더욱이, 모형 마우스의 최적이고 효과적인 사육은 특히 조사자가 발달에 유전자 돌연변이의 효력을 공부하는 때, 시간 조정한 임신의 평가가 요구합니다. 전형적으로, 수사관은 하룻밤 사이에 이종수 마우스를 짝짓고, 다음날 아침 일찍 질 플러그를 찾고, 임신이9가되기를 바란다. 자궁 내 손실을 결정하는 것은 전형이 유전자형의 Mendelian 비율을 위해 신생아 쓰레기를 검사한 다음 다양한 임신 단계에서 임신 한 마우스를 희생하고 배아를 회복하여 거꾸로 작업하는 것으로 시작됩니다. 조사자는 양성 임신의 메트릭으로 체중 증가를 결정할 수 있습니다10,11; 그러나, 특히 유전자 조작 마우스의 경우, 체중 증가가 분명하지 않을 수 있기 때문에 자궁 내 손실이있을 때 쓰레기는 매우 작고 이후에 resorbed 될 수 있습니다 (특히 임신 초기에, ~E6.5-8.5). 마우스는 양성 복부 종양에 예를 들면, 때문에 거짓 임신으로 나타날 수 있습니다. 본질적으로, 하나는 “블라인드”작동합니다.
고해상도 초음파 생체 현미경 검사는 중력 자궁의 직접 시각화 및 개발 마우스 배아(12,13,14,15,16)를할 수 있습니다. 우리는 처음에 배아 마우스 심혈관 생리학을 평가하는 방법을 개발했지만16,17,우리는 우리의 마우스 사육을 간소화하기 위해이 이미징 양식의 유용성을 인식. 특히, 우리는 더 이상 마우스가 임신 한 경우 “보기”를 기다릴 필요가 없었다, 명백한 체중 증가 또는 쓰레기의 배달 중 하나에 따라; 우리는 댐이 임신하지 않은 경우 중력 상태를 결정하고 신속하게 마우스를 재메이트 할 수 있습니다. 또한, 자궁 내 손실도 쉽게 이미지화될 수 있으며, 손실 의 타임라인은 마우스를 희생하지 않고 결정할 수 있습니다(회로도 1 참조). 따라서 시간, 귀중한 모델 마우스 및 자금을 절약 할 수 있습니다.
Protocol
Representative Results
Discussion
이미징의 가장 중요한 첫 번째 단계는 질을 식별한 다음 왼쪽과 오른쪽으로 자궁 뿔의 분기를 결정하는 것입니다. 각 자궁 경적을 따라, 이미저는 자궁으로 창자의 루프를 잘못 식별 할 가능성이 적습니다. 더욱이, 창자의 외관에 있는 변이를 이해하는 것은 (대변 의 유무에 관계없이) 자궁에서 이들을 구별하는 것이 중요합니다; 때때로, 배설물 “공” 창 자 루프에 중력을 모방할 수 있습니다 (임신)…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
없음.
Materials
| Depilatory cream | |||
| Ethanol, 70% | |||
| Fur clippers | |||
| Gauze or KimWipes | |||
| Isoflurane | |||
| Medical oxygen (optional) | |||
| Medical tape | |||
| Mouse imaging system (including anesthesia set-up and imaging platform) | Fujifilm Visual Sonics | Various | Any system with 40 MHz center-frequency ultrasound transducer probe |
| Razor blade (not a safety razor) | |||
| Scale (to weigh mouse) | |||
| Ultrasound gel |
References
- Bogue, M. A., et al. Mouse Phenome Database: an integrative database and analysis suite for curated empirical phenotype data from laboratory mice. Nucleic Acids Research. 46, 843-850 (2018).
- Ito, R., Takahashi, T., Ito, M. Humanized mouse models: Application to human diseases. Journal of Cellular Physiology. 233 (5), 3723-3728 (2018).
- Law, M., Shaw, D. R. Mouse Genome Informatics (MGI) is the international resource for information on the laboratory mouse. Methods in Molecular Biology. 1757, 141-161 (2018).
- Rydell-Törmänen, K., Johnson, J. R. The applicability of mouse models to the study of human disease. Methods in Molecular Biology. 1940, 3-22 (2019).
- Hinton, R. B., Yutzey, K. E. Heart valve structure and function in development and disease. Annual Reviews of Physiology. 73, 29-46 (2011).
- Dickinson, M. E., et al. High-throughput discovery of novel developmental phenotypes. Nature. 537 (7621), 508-514 (2016).
- Tam, P. P. L., et al. Formation of the embryonic head in the mouse: attributes of a gene regulatory network. Current Topics in Developmental Biology. 117, 497-521 (2016).
- Palis, J. Hematopoietic stem cell-independent hematopoiesis: emergence of erythroid, megakaryocyte, and myeloid potential in the mammalian embryo. FEBS Letters. 590 (22), 3965-3974 (2016).
- Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harbor Protocols. 2016 (8), (2016).
- Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (4), 368-371 (2015).
- Finlay, J. B., Liu, X., Ermel, R. W., Adamson, T. W. Maternal weight gain as a predictor of litter size in Swiss Webster, C57BL/6J, and BALB/cJ mice. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 694-699 (2015).
- Zhou, Y. Q., et al. Applications for multifrequency ultrasound biomicroscopy in mice from implantation to adulthood. Physiological Genomics. 10 (2), 113-126 (2002).
- Ji, R. P., Phoon, C. K. L. Noninvasive localization of nuclear factor of activated T cells c1-/- mouse embryos by ultrasound biomicroscopy-Doppler allows genotype-phenotype correlation. Journal of the American Society of Echocardiography. 18 (12), 1415-1421 (2005).
- Kulandavelu, S., et al. Embryonic and neonatal phenotyping of genetically engineered mice. ILAR Journal. 47 (2), 103-117 (2006).
- Mu, J., Slevin, J. C., Qu, D., McCormick, S., Adamson, S. L. In vivo quantification of embryonic and placental growth during gestation in mice using micro-ultrasound. Reproductive Biology and Endocrinology. 6, 34 (2008).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Cardiovascular imaging in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 6 (1), 15-38 (2016).
- Phoon, C. K. L., Turnbull, D. H. Ultrasound biomicroscopy-Doppler in mouse cardiovascular development. Physiological Genomics. 14 (1), 3-15 (2003).
- Peavey, M. C., et al. A novel use of three-dimensional high-frequency ultrasonography for early pregnancy characterization in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (128), e56207 (2017).
- Greco, A., et al. High frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), 77205 (2013).
- Flores, L. E., Hildebrandt, T. B., Kühl, A. A., Drews, B. Early detection and staging of spontaneous embryo resorption by ultrasound biomicroscopy in murine pregnancy. Reproductive Biology and Endocrinology. 12, 38 (2014).
- Norton, W. B., et al. Refinements for embryo implantation surgery in the mouse: comparison of injectable and inhalant anesthesias – tribromoethanol, ketamine and isoflurane – on pregnancy and pup survival. Laboratory Animal. 50 (5), 335-343 (2016).
- Thaete, L. G., Levin, S. I., Dudley, A. T. Impact of anaesthetics and analgesics on fetal growth in the mouse. Laboratory Animal. 47 (3), 175-183 (2013).
- Phoon, C. K. L., et al. Tafazzin knockdown in mice leads to a developmental cardiomyopathy with early diastolic dysfunction preceding myocardial noncompaction. Journal of the American Heart Association. 1 (2), (2012).
