JoVE Journal > Developmental Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biologie du développement

Établir les exigences de pollinisation dans la prune japonaise par surveillance phénologique, pollinisation manuelle, microscopie à fluorescence et génotypage moléculaire

Published: November 09, 2020
doi:
10.3791/61897
, ,
1Unidad de Hortofruticultura,Centro de Investigación y Tecnología Agroalimentaria de Aragón (CITA), 2(CITA-Universidad de Zaragoza),Instituto Agroalimentario de Aragón – IA2, 3Departamento de Hortofruticultura, Centro de Investigaciones Científicas y Tecnológicas de Extremadura (CICYTEX),Instituto de Investigaciones Agrarias Finca La Orden

Summary

Une méthodologie pour la détermination des besoins de pollinisation dans les hybrides japonais de type prune est décrite, qui combine les pollinisations sur le terrain et en laboratoire et les observations de tubes polliniques sous la microscopie à fluorescence avec l’identification des génotypes Spar PCR et la surveillance de la floraison pour la sélection des pollinisateurs.

Abstract

Les cultivars de prunes japonais couramment cultivés sont des hybrides interspécifiques dérivés de croisements entre le Prunus salicina original et d’autres espèces de Prunus. La plupart des hybrides présentent une auto-incompatibilité gamétophytique, qui est contrôlée par un S-locusunique et hautement polymorphe qui contient plusieurs allèles. La plupart des hybrides cultivés sont auto-incompatibles et ont besoin du pollen d’un donneur compatible pour fertiliser leurs fleurs. L’établissement des besoins de pollinisation dans la prune japonaise devient de plus en plus important en raison du nombre élevé de nouveaux cultivars dont les besoins en pollinisation sont inconnus. Dans ce travail, une méthodologie pour la détermination des besoins de pollinisation chez les hybrides japonais de type prune est décrite. L’autocompatibilité est déterminée par des pollinisations manuelles sur le terrain et en laboratoire, suivies de la surveillance de l’allongement du tube pollinique par microscopie à fluorescence et de la surveillance de la maturation des fruits sur le terrain. La sélection des cultivars polliniseurs est évaluée en combinant l’identification des génotypes Spar analyse PCR avec la surveillance du temps de floraison sur le terrain. Connaître les besoins de pollinisation des cultivars facilite la sélection des cultivars pour la conception de nouveaux vergers et permet la détection précoce des problèmes de productivité liés au déficit de pollinisation dans les vergers établis.

Introduction

La prune japonaise(Prunus salicina Lindl.) est originaire de Chine1. Au 19e siècle,cette culture a été introduite du Japon aux États-Unis, où elle a été croisée avec d’autres prunes diploïdes nord-américaines2. Au20ème siècle, certains de ces hybrides ont été répandus dans les régions tempérées du monde entier. De nos jours, le terme « prune japonaise » fait référence à une large gamme d’hybrides interspécifiques dérivés de croisements entre le P. salicina original avec jusqu’à 15 autres diploïdes Prunus spp.3,4,5.

La prune japonaise, comme d’autres espèces de la famille des Rosaceae, présente une auto-incompatibilité gamétophyte (GSI), qui est contrôlée par un S-locusunique et hautement polymorphe contenant plusieurs allèles6. Le S-locus contient deux gènes qui codent une ribonucléase(S-RNase)exprimée dans le pistil, et une protéine F-box (SFB) exprimée dans le grain de pollen7. Dans la réaction d’auto-incompatibilité, lorsque l’allèle Sexprimé dans le grain de pollen (haploïde) est le même que l’un des deux exprimés dans le pistil (diploïde), la croissance du tube pollinique à travers le style est arrêtée en raison de la dégradation de l’ARN du tube pollinique par l’action de la S-RNase8. Étant donné que ce processus empêche la fécondation du gamétophyte femelle dans l’ovule, GSI favorise le croisement entre les cultivars.

Bien que certains cultivars de prunes japonais soient autocompatibles, la plupart des cultivars actuellement cultivés sont auto-incompatibles et ont besoin du pollen de donneurs intercompatibles pour fertiliser leurs fleurs3. Dans les espèces de fruits à noyau du genre Prunus telles que l’amande9,l’abricot10,11,12 et la cerise douce13,les besoins en pollinisation des cultivars peuvent être établis par différentes approches. L’auto-(in)compatibilité peut être déterminée par l’autopollinisation des fleurs sur le terrain et la surveillance ultérieure de la fructification, ou par des autopollinisations semi-in vivo dans des conditions contrôlées en laboratoire et l’observation de tubes polliniques au microscope14,15,16,17,18 . Les relations d’incompatibilité entre cultivars peuvent être déterminées par des pollinisations croisées sur le terrain ou en laboratoire à l’aide du pollen du cultivar polliniseur potentiel, et par l’identification des allèles Sde chaque cultivar par analyse PCR14,15,16 , 19,20,21,22 . Chez des espèces telles que la cerise douce ou l’amande, l’auto-(in)compatibilité peut également être évaluée par l’identification d’allèles S particuliers associés à l’autocompatibilité, comme S4′ dans la cerise douce13 ou Sf dans l’amande23.

Plusieurs programmes de sélection de prunes des principaux pays producteurs libèrent un certain nombre de nouveaux cultivars2,14, dont beaucoup ont des besoins de pollinisation inconnus. Dans ce travail, une méthodologie pour la détermination des besoins de pollinisation chez les hybrides japonais de type prune est décrite. L’autocompatibilité est déterminée par des autopollinisations sur le terrain et en laboratoire, suivies d’observations de tubes polliniques sous microscopie à fluorescence. La sélection des cultivars polliniseurs combine l’identification des génotypes Spar analyse PCR avec le suivi du temps de floraison sur le terrain.

Protocol

1. Pollinisation manuelle sur le terrain Extraction du pollen Pour obtenir du pollen, collectez les boutons floraux au stade D24, selon le stade 57 sur l’échelle BBCH25,26.REMARQUE: Plus de boutons floraux sont nécessaires dans la prune japonaise que dans les autres espèces de Prunus parce que leurs anthères produisent moins de pollen. Retirez les anthères à l’aide d?…

Representative Results

Chaque bouton floral de prune japonaise contient une inflorescence avec 1–3 fleurs. Comme chez les autres espèces de fruits à noyau, chaque fleur est composée de quatre verticilles: carpelle, étamines, pétales et sépales, qui sont fusionnés formant une tasse à la base de la fleur. Les structures florales sont plus petites que les autres fruits à noyau, avec un pistil court et fragile entouré d’étamines qui contiennent une petite quantité de grains de pollen. À pleine floraison, les fleurs de chaque inflo…

Discussion

La méthodologie décrite ici pour les besoins de pollinisation des cultivars de prunes japonais nécessite de déterminer l’auto-(in)compatibilité de chaque cultivar par des pollinisations contrôlées sur le terrain ou en laboratoire, et l’observation ultérieure de la croissance des tubes polliniques par microscopie à fluorescence. Les relations d’incompatibilité sont établies par la caractérisation des S-allèles par génotypage moléculaire. Enfin, la sélection des pollinisateurs est effectuée…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Cette recherche a été financée par l’Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (RFP2015-00015-00 et RTA2017-00003-00); Gobierno de Aragón —Fonds social européen, Union européenne (Grupo Consolidado A12-17R), et Junta de Extremadura —Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER), Plan Regional de Investigación (IB16181), Grupo de Investigación (AGA001, GR18196). B.I. Guerrero a été soutenu par une bourse du Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología du Mexique (CONACYT, 471839).

Materials

Acetic Acid Glacial Panreac 131008.1611
Agar iNtRON Biotechnology 25999
Aniline blue Difco 8504-88
Boric Acid (H3BO4) Panreac 131015.1210
Calcium Nitrate 4-hydrate (Ca(NO3)2·4H2O) Panreac 131231.1211
Coverglass Deltalab D102460 24 mm x 60 mm
Digital Camera Imaging Developmet Systems UI-1490SE
Digital Camera Software Suite Imaging Developmet Systems 4.93.0.
DNA Oligos ThermoFisher Scientific
dNTP Mix, 10 mM each ThermoSischer Scientific R0193
DreamTaq Green DNA polymerase ThermoFisher Scientific EP0713
Ethanol 96° VWR-Chemicals 83804.360
1Kb DNA Ladder (U.S. Patent No. 4.403.036) (500pb-12Kb) Invitrogen 15615-016 Size: 250µg; Conc: 1.0 µg/µl
Gel Documentation System Bio-Rad 1708195
Hand Counter Tamaco TM-4
Image Lab Software Bio-Rad Image Analyse System for Gel Documentation System
MetaPhor Agarose Lonza 50180
Microcentrifuge 5415 R Eppendorf Z605212
Microscope with UV epiflurescence Leica DM2500 Exciter filter BP340-390, Barrier filter LP425
Microslides Deltalab D100004 26 mm x 76 mm
Mini Electrophoresis System Fisherbrand 14955170
Minicentrifuge ThermoFisher Scientific 15334204
NanoDrop 1000 Spectrophotometer ThermoFisher Scientific ND1000
Petri Dishes Deltalab 200201 55 mm x 14 mm
Potassium Phosphate Tribasic (K3PO4·1.5H2O) Panreac 141513
Primer forward 'Pru C2' ThermoFisher Scientific
Primer forward Pru T2' ThermoFisher Scientific
Primer reverse 'PCER' ThermoFisher Scientific
RedSafe Nucleic Acid Staining Solution iNtRON Biotechnology 21141
Saccharose Panreac 131621.1211
Sodium sulphite anhydrous (Na2SO3) Panreac 131717.1211
Speedtools plant DNA extraction Kit Biotools 21272
TBE Buffer (10X) Panreac A0972,5000PE
Thermal Cycler T100 Bio-Rad 1861096
Thermomixer comfort Eppendorf T1317
Vertical Autoclave Presoclave II JP Selecta 4001725
Vortex Fisherbrand 11746744
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hendrick, U. P. . The Plums of New York. , (1911).
  2. Okie, W. R., Hancock, J. F., Hancock, J. F. Plums. Temperate Fruit Crop Breeding. , 337-357 (2008).
  3. Guerra, M. E., Rodrigo, J. Japanese plum pollination: a review. Scientia Horticulturae. 197, 674-686 (2015).
  4. Okie, W. R. Introgression of Prunus species in plum. New York Fruit Quarterly. 14 (1), 29-37 (2006).
  5. Okie, W. R., Weinberger, J. H., Janick, J., Moore, J. . Fruit Breeding, vol. 1. Tree and tropical fruits. , 559-608 (1996).
  6. Mccubbin, A. G., Kao, T. Molecular recognition and response in pollen and pistil interactions. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 16, 333-364 (2000).
  7. Hegedűs, A., Halász, J. Recent findings of the tree fruit self-incompatibility studies. International Journal of Horticultural Science. 13 (2), 7-15 (2007).
  8. de Nettancourt, D. . Incompatibility and Incongruity in Wild and Cultivated Plants. , (2001).
  9. Tao, R., et al. Identification of stylar RNases associated with gametophytic self-incompatibility in almond (Prunus dulcis). Plant and Cell Physiology. 38 (3), 304-311 (1997).
  10. Halász, J., Pedryc, A., Ercisli, S., Yilmaz, K., Hegedűs, A. S-genotyping supports the genetic relationships between Turkish and Hungarian apricot germplasm. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (5), 410-417 (2010).
  11. Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Self-incompatibility and S-allele identification in new apricot cultivars. Acta Horticulturae. (1231), 171-176 (2019).
  12. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Determination of self- and inter-(in)compatibility relationships in apricot combining hand-pollination, microscopy and genetic analyses. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (160), (2020).
  13. Cachi, A. M., Wunsch, A. Characterization of self-compatibility in sweet cherry varieties by crossing experiments and molecular genetic analysis. Tree Genetics & Genomes. 10, 1205-1212 (2014).
  14. Guerra, M. E., Guerrero, B. I., Casadomet, C., Rodrigo, J. Self-compatibility, S-RNase allele identification, and selection of pollinizers in new Japanese plum-type cultivars. Scientia Horticulturae. 261, 109022 (2020).
  15. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Optimizing production in the new generation of apricot cultivars: self-incompatibility, S-RNase allele identification, and incompatibility group assignment. Frontiers in Plant Science. 9, 1-12 (2018).
  16. Herrera, S., Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Lora, J. Identification of self-incompatibility alleles by specific PCR analysis and S-RNase sequencing in apricot. International Journal of Molecular Sciences. 19 (11), 3612 (2018).
  17. Sociasi Company, R., Kodad, O., Fernández i Martí, J. M., Alonso, J. M. Mutations conferring self-compatibility in Prunus species: from deletions and insertions to epigenetic alterations. Scientia Horticulturae. 192, 125-131 (2015).
  18. Rodrigo, J., Herrero, M. Evaluation of pollination as the cause of erratic fruit set in apricot ‘Moniqui. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 71 (5), 801-805 (1996).
  19. Beppu, K., et al. Se-haplotype confers self-compatibility in Japanese plum (Prunus salicina Lindl). Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 80 (6), 760-764 (2005).
  20. Guerra, M. E., Rodrigo, J., López-Corrales, M., Wünsch, A. S-RNase genotyping and incompatibility group assignment by PCR and pollination experiments in Japanese plum. Plant Breeding. 128 (3), 304-311 (2009).
  21. Guerra, M. E., Wunsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Flower emasculation as the cause for lack of fruit set in Japanese plum crosses. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (6), 556-562 (2010).
  22. Guerra, M. E., Wünsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Lack of fruit set caused by ovule degeneration in Japanese plum. Journal of the American Society for Horticultural Science. 136 (6), 375-381 (2011).
  23. Fernández i Martí, A., Gradziel, T. M., Socias i Company, R. Methylation of the Sf locus in almond is associated with S-RNase loss of function. Plant Molecular Biology. 86, 681-689 (2014).
  24. Baggiolini, M. Les stades repérés des arbres fruitiers à noyau. Revue romande d’Agriculture et d’Arboriculture. 8, 3-4 (1952).
  25. Meier, U. Growth stages of mono-and dicotyledonous plants: BBCH Monograph. Federal Biological Research Centre for Agriculture and Forestry. , (2001).
  26. Fadón, E., Herrero, M., Rodrigo, J. Flower development in sweet cherry framed in the BBCH scale. Scientia Horticulturae. 192, 141-147 (2015).
  27. Fadon, E., Rodrigo, J. Combining histochemical staining and image analysis to quantify starch in the ovary primordia of sweet cherry during winter dormancy. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (145), (2019).
  28. Hormaza, J. I., Pinney, K., Polito, V. S. Correlation in the tolerance to ozone between sporophytes and male gametophytes of several fruit and nut tree species (Rosaceae). Sexual Plant Reproduction. 9, 44-48 (1996).
  29. Burgos, L., et al. The self-compatibility trait of the main apricot cultivars and new selections from breeding programmes. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 72 (1), 147-154 (1997).
  30. Dicenta, F., Ortega, E., Cánovas, J. A., Egea, J. Self-pollination vs. cross-pollination in almond: pollen tube growth, fruit set and fruit characteristics. Plant Breeding. 121, 163-167 (2002).
  31. Alonso, J. M., Socias i Company, R. Differential pollen tube growth in inbred self-compatible almond genotypes. Euphytica. 144, 207-213 (2005).
  32. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. The effect of temperature on pollen germination, pollen tube growth, and stigmatic receptivity in peach. Plant Biology. 7, 476-483 (2005).
  33. Hedhly, A., Hormaza, J. I., Herrero, M. Warm temperatures at bloom reduce fruit set in sweet cherry. Journal of Applied Botany. 81, 158-164 (2007).
  34. Milatović, D., Nikolić, D. Analysis of self-(in)compatibility in apricot cultivars using fluorescence microscopy. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 82, 170-174 (2007).
  35. Jia, H. J., He, F. J., Xiong, C. Z., Zhu, F. R., Okamoto, G. Influences of cross pollination on pollen tube growth and fruit set in Zuili plums (Prunus salicina). Journal of Integrative Plant Biology. 50, 203-209 (2008).
  36. Herrero, M., Salvador, J. La polinización del ciruelo Red Beaut. Información Técnica Econónomica Agraria. 41, 3-7 (1980).
  37. Ramming, D. W. Plum. Register of new fruit and nut varieties: Brooks and Olmo, List 37. HortScience. 30 (6), 1142-1144 (1995).
  38. Hartmann, W., Neümuller, M. Plum breeding. Breeding plantation tree crops: Temperate species. , 161-231 (2009).
  39. Guerra, M. E., López-Corrales, M., Wünsch, A. Improved S-genotyping and new incompatibility groups in Japanese plum. Euphytica. 186 (2), 445-452 (2012).
  40. Tao, R., et al. Molecular typing of S-alleles through identification, characterization and cDNA cloning for S-RNases in sweet cherry. Journal of the American Society for Horticultural Science. 124 (3), 224-233 (1999).
  41. Yamane, H., Tao, R., Sugiura, A., Hauck, N. R., Lezzoni, A. F. Identification and characterization of S-RNases in tetraploid sour cherry (Prunus cerasus). Journal of the American Society for Horticultural Science. 126, 661-667 (2001).
  42. López, M., Jose, F., Vargas, F. J., Battle, I. Self-(in)compatibility almond genotypes: a review. Euphytica. 150, 1-16 (2006).
  43. Bošković, R., Tobutt, K. R. Correlation of stylar ribonuclease zymograms with incompatibility alleles in sweet cherry. Euphytica. 90, 245-250 (1996).
  44. Beppu, K., Syogase, K., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Inheritance of self-compatibility conferred by the Se-haplotype of Japanese plum and development of Se-RNase gene-specific PCR primers. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 85, 215-218 (2010).
  45. Beppu, K., Kumai, M., Yamane, H., Tao, R., Kataoka, I. Molecular and genetic analyses of the S-haplotype of the self-compatible Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) “Methley”. Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 87 (5), 493-498 (2012).
  46. Beppu, K., Konishi, K., Kataoka, I. S-haplotypes and self-compatibility of the Japanese plum cultivar ‘Karari’. Acta Horticulturae. 929, 261-266 (2012).
  47. Sapir, G., Stern, R. A., Shafir, S., Goldway, M. S-RNase based S-genotyping of Japanese plum (Prunus salicina Lindl.) and its implication on the assortment of cultivar-couples in the orchard. Scientia Horticulturae. 118, 8-13 (2008).
  48. Karp, D. Luther Burbank’s plums. HortScience. 50 (2), 189-194 (2015).

Tags

Pollination RequirementsJapanese PlumPhenological MonitoringHand PollinationsFluorescence MicroscopyMolecular GenotypingSelf-incompatible CultivarsPollen ExtractionBBCH ScaleFruit SetSelf-pollinationCross-pollinationPollen GerminationFixative SolutionMicroscopy
check_url/fr/61897?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Guerrero, B. I., Guerra, M. E., Rodrigo, J. Establishing Pollination Requirements in Japanese Plum by Phenological Monitoring, Hand Pollinations, Fluorescence Microscopy and Molecular Genotyping. J. Vis. Exp. (165), e61897, doi:10.3791/61897 (2020).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image