Murine Stellate Ganglion'un Yeri, Diseksiyonu ve Analizi
Summary
Kardiyak otonom sinir sistemindeki patofizyolojik değişiklikler, özellikle sempatik branşında, ventriküler aritmilerin başlamasına ve korunmasına katkıda bulunur. Mevcut protokolde, alttaki moleküler ve hücresel süreçlerin anlaşılmasını geliştirmek için murine stellat gangliyonunun nasıl karakterize edilir olduğunu gösteriyoruz.
Abstract
Otonom sinir sistemi, kardiyak elektrofizyolojinin önemli bir sürücüsüdür. Özellikle sempatik dalının rolü, ventriküler aritmilerin (VA) patofizyolojisinde devam eden bir araştırma konusudur. Sempatik zincirin çift taraflı yıldız şeklindeki yapıları olan yıldız gangliyonlarındaki (SG) nöronlar sempatik altyapının önemli bir bileşenidir. SG, tedavi-refrakter VA’lı hastalarda kardiyak sempatik denervasyon yoluyla tedavi için tanınan bir hedeftir. VA’lı hastalarda SG’de nöronal remodeling ve glial aktivasyon tanımlanmış olmakla birlikte, aritmi başlangıcından önce potansiyel olarak altta kalan hücresel ve moleküler süreçler sadece yeterince anlaşılmamıştır ve otonom modülasyonu iyileştirmek için aydınlatılmalıdır. Fare modelleri sempatik nöronal yeniden şekillendirmeyi incelememize izin verir, ancak murine SG’nin tanımlanması deneyimsiz araştırmacı için zordur. Bu nedenle, murine SG’nin derinlemesine hücresel ve moleküler biyolojik çalışmaları birçok yaygın kardiyak hastalık için eksiktir. Burada, yetişkin farelerde SG’nin RNA düzeyinde analizler (gen ekspresyon analizleri için RNA izolasyonu, yerinde hibridizasyon), protein seviyesi (immünofluoresan bütün montaj lekelenmesi) ve hücresel düzeyde (temel morfoloji, hücre büyüklüğü ölçümü) incelenmesi ve incelenmesi için temel bir repertuar açıklıyoruz. Hazırlık tekniğindeki zorlukların üstesinden gelmek için potansiyel çözümler sunuyoruz ve otofluoresansların söndürülerek boyamanın nasıl iyileştirileceği. Bu, hücre kompozisyonunu ve yeniden şekillendirme süreçlerini belirlemek için nöronların yanı sıra glial hücrelerin yerleşik belirteçler aracılığıyla görselleştirilmesine izin verir. Burada sunulan yöntemler, SG’nin VA’ya eğilimli farelerde otonomik disfonksiyon hakkında daha fazla bilgi edinmesine izin verir ve kalpteki otonom sinir sisteminin nöronal ve glial bileşenlerini araştıran ek tekniklerle tamamlanabilir.
Introduction
Kardiyak otonom sinir sistemi, kalbin uygun fizyolojik yanıtla çevresel değişikliklere uyum sağlamasını sağlayan sempatik, parasempatik ve duyusal bileşenlerin sıkı bir şekilde düzenlenmiş bir dengesidir1,2. Bu dengedeki bozukluklar, örneğin sempatik aktivitenin artması, başlangıç için önemli bir sürücü olarak ventrikül aritmilerinin (VA) bakımı olarak belirlenmiştir3,4. Bu nedenle, beta-blokerlerle sempatik aktivitenin farmakolojik olarak azaltılması yoluyla elde edilen otonom modülasyon, on yıllardırVA’lıhastaların tedavisinde bir temel taşı olmuştur 5,6. Ancak farmakolojik ve kateter bazlı müdahalelere rağmen, ilgili sayıda hasta hala tekrarlayan VA7’denmuzdariptir.
Kalbe sempatik giriş çoğunlukla, beyin sapından kalbe çok sayıda intratorasik sinir yoluyla bilgi aktaran sempatik zincirin yıldız gangliyonlarındaki (SG) çift taraflı yıldız şeklindeki yapılarındaki nöronal hücre cisimleri aracılığıylaaracılıkeder 8 ,9,10. Yaralanmadan sonra SG’den filizlenen sinir VA ve ani kardiyak ölüm ile ilişkilidir11,12, SG’yi otonom modülasyon için bir hedef olarak vurgulayarak13,14. Kalbe sempatik girişin azaltılması geçici olarak lokal anesteziklerin perkütan enjeksiyonu ile veya video destekli torakoskopi ile SG’nin kısmen çıkarılması ile kalıcı olarak elde edilebilir15,16. Kardiyak sempatik denervasyon, umut verici sonuçlarla tedavi-refrakter VA’lı hastalar için bir seçenek sunar14,16,17. Bu hastaların eksiz SG’lerinden nöronal ve nörokimyasal remodeling, nöro-inflamasyon ve glial aktivasyonun otonomik disfonksiyona katkıda bulunabilecek veya ağırlaştırabilecek sempatik yeniden şekillendirmenin ayırt edici özellikleri olduğunu öğrendik18,19. Yine de, bu nöronlardaki altta yatan hücresel ve moleküler süreçler, örneğin, nöronal transdifferentiasyonun kolinerjik fenotip20,21’erolü gibi bugüne kadar belirsizliğini korumamaktadır. Deneysel çalışmalar VA’yı tedavi etmek için yeni yaklaşımlar sunar, örneğin, optogenetik22yoluyla sempatik sinir aktivitesinin azaltılması , ancak SG’nin derinlemesine karakterizasyonu VA ile birlikte giden birçok kardiyak patolojide hala eksiktir. Bu patolojileri taklit eden fare modelleri, aritmilerin başlangıcından önce potansiyel olarak12,23olan nöronal yeniden şekillendirmeyi incelemeye izin verir. Bunlar, kalbin ve sinir sisteminin otonom karakterizasyonu için daha fazla morfolojik ve fonksiyonel analizlerle tamamlanabilir. Mevcut protokolde, VA’nın anlaşılmasını geliştirmek için murine SG’yi parçalamaya ve karakterize etmeye izin veren temel bir yöntem repertuarı sunuyoruz.
Protocol
Representative Results
Discussion
Va başlangıcından önce sempatik sinir sisteminin nöronlarında ve glial hücrelerinde hücresel ve moleküler süreçlerin anlaşılması, ani kalp durması dünya çapında en yaygın ölüm nedeni olmaya devam ettiği için yüksek ilgi çekicidir5. Bu nedenle, mevcut yazıda, bu ağdaki bir murine elemanı olan murine SG’yi tanımlamak ve RNA, protein ve hücresel düzeyde sonraki analizleri yapmak için temel bir yöntem repertuarı sunuyoruz.
Murine SG’nin bir…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Yazarlar Hartwig Wieboldt’a mükemmel teknik yardımı için ve Hamburg-Eppendorf Üniversitesi Tıp Merkezi UKE Mikroskopi Görüntüleme Tesisi’ne (Umif) mikroskop ve destek sağladığı için teşekkür ediyor. Bu araştırma DZHK (Alman Kardiyovasküler Araştırmalar Merkezi) [FKZ 81Z4710141] tarafından finanse edildi.
Materials
| 96-well plate | TPP | 92097 | RNAscope |
| Adhesion Slides SuperFrost plus 25 x 75 x 1 mm | R. Langenbrinck | 03-0060 | Microscopy |
| Albumin bovine Fraction V receptor grade lyophil. | Serva | 11924.03 | Whole mount staining |
| bisBenzimide H33342 trihydrochloride (Hoechst) | Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA | B2261 | Whole mount staining |
| Chicken anti neurofilament | EMD Millipore | AB5539 | Whole mount staining |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Merck, KGA, Darmstadt, Germany | D8418 | Whole mount staining |
| Donkey anti chicken IgY Alexa 647 | Merck, KGA, Darmstadt, Germany | AP194SA6 | Whole mount staining |
| Donkey anti goat IgG Alexa 568 | Thermo Fisher Scientific | A11057 | Whole mount staining |
| Donkey anti rabbit IgG Alexa 488 | Thermo Fisher Scientific | A21206 | Whole mount staining |
| Drying block 37-100 mm | Whatman (Sigma Aldrich) | WHA10310992 | Whole mount staining |
| Eosin Y | Sigma Aldrich | E4009 | Whole mount staining |
| Ethanol 99 % denatured with MEK, IPA and Bitrex (min. 99,8 %) | Th.Geyer | 2212.5000 | Whole mount staining |
| Eukitt mounting medium | AppliChem | 253681.0008 | Whole mount staining |
| Fluoromount-G | Southern Biotech | 0100-01 | Whole mount staining |
| Fluoromount-G + DAPI | Southern Biotech | 0100-20 | Whole mount staining |
| Goat anti choline acetyltransferase | EMD Millipore | AP144P | Whole mount staining |
| H2O2 30% (w/w) | Merck, KGA, Darmstadt, Germany | H1009 | Whole mount staining |
| Heparin Sodium 25.000 UI / 5ml | Rotexmedica | PZN: 3862340 | Preparation SG |
| High-capacity cDNA reverse transctiption kit | Life technologies | 4368813 | RNA isolation |
| Isoflurane (Forene) | Abbott Laboratories | 2594.00.00 | Preparation SG |
| Mayer's hemalum solution | Merck | 1.09249.0500 | Whole mount staining |
| Methanol | Sigma-Aldrich | 34860 | Whole mount staining |
| Microscope cover glasses 20×20 mm or smaller | Marienfeld | 0101040 | Whole mount staining |
| miRNeasy Mini Kit | Qiagen | 217004 | RNA isolation |
| NanoDrop 2000c | Thermo Fisher Scientific | ND-2000C | RNA isolation |
| Opal 570 Reagent Pack | Akoya Bioscience | FP1488001KT | RNAscope |
| Paraformaldehyde, 16% w/v aq. soln., methanol free | Alfa Aesar | 43368 | Whole mount staining |
| Pasteur pipettes, LDPE, unsterile, 3 ml, 154 mm | Th.Geyer | 7691202 | Whole mount staining |
| Phosphate-buffered saline tablets | Gibco | 18912-014 | Whole mount staining |
| Pinzette Dumont SS Forceps | FineScienceTools | 11203-25 | Preparation SG |
| QIAzol Lysis Reagent | Qiagen | 79306 | RNA isolation |
| Rabbit anti tyrosine hydroxylase | EMD Millipore | AB152 | Whole mount staining |
| RNAlater | Merck | R0901-100ML | RNA isolation (optional) |
| RNAscope Multiplex Fluorescent Reagent Kit v2 | biotechne (ACD) | 323100 | RNAscope |
| RNAscope Probe-Mm-S100b-C2 | biotechne (ACD) | 431738-C2 | RNAscope |
| RNAscope Probe-Mm-Tubb3 | biotechne (ACD) | 423391 | RNAscope |
| Stainless steel beads 7 mm | Qiagen | 69990 | RNA isolation |
| Sudan black B | Roth | 0292.2 | Whole mount staining |
| TaqMan Gene Expression Assay Cdkn1b (Mm00438168_m1) | Thermo Fisher Scientific | 4331182 | Gene expression analysis |
| TaqMan Gene Expression Assay Choline acetyltransferase (Mm01221880_m1) | Thermo Fisher Scientific | 4331182 | Gene expression analysis |
| TaqMan Gene Expression Assay MKi67 (Mm01278617_m1) | Thermo Fisher Scientific | 4331182 | Gene expression analysis |
| TaqMan Gene Expression Assay PTPCR (Mm01293577_m1) | Thermo Fisher Scientific | 4331182 | Gene expression analysis |
| TaqMan Gene Expression Assay S100b (Mm00485897_m1) | Thermo Fisher Scientific | 4331182 | Gene expression analysis |
| TaqMan Gene Expression Assay Tyrosin Hydroxylase (Mm00447557_m1) | Thermo Fisher Scientific | 4331182 | Gene expression analysis |
| TaqMan mastermix | Applied biosystems | 4370074 | Gene Expression analysis |
| Tissue Lyser II | Qiagen | 85300 | RNA isolation |
| Triton X-100 10% solution | Sigma-Aldrich | 93443-100ml | Whole mount staining |
| Tween-20 | Sigma-Aldrich | P9416-100ML | RNAscope |
| Wacom bamboo pen | Wacom | CTL-460/K | Cell size measurements |
| Whatman prepleated qualitative filter paper, Grade 595 1/2 | Sigma-Aldrich | WHA10311647 | Whole mount staining |
| Wheat Germ Agglutinin, Alexa Fluor 633 Conjugate | Thermo Fisher Scientific | W21404 | RNAscope |
References
- Goldberger, J. J., Arora, R., Buckley, U., Shivkumar, K. Autonomic nervous system dysfunction: JACC focus seminar. Journal of the American College of Cardiology. 73 (10), 1189-1206 (2019).
- Jänig, W. Neurocardiology: a neurobiologist’s perspective. The Journal of Physiology. 594 (14), 3955-3962 (2016).
- Meng, L., Shivkumar, K., Ajijola, O. Autonomic Regulation and Ventricular Arrhythmias. Current Treatment Options in Cardiovascular Medicine. 20 (5), (2018).
- Jungen, C., et al. Disruption of cardiac cholinergic neurons enhances susceptibility to ventricular arrhythmias. Nature Communications. 8, 14155 (2017).
- Al-Khatib, S. M., et al. AHA/ACC/HRS Guideline for management of patients with ventricular arrhythmias and the prevention of sudden cardiac death. Circulation. 138 (13), 272 (2018).
- Yusuf, S., Wittes, J., Friedman, L. Overview of results of randomized clinical trials in heart disease: I. treatments following myocardial infarction. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 260 (14), 2088-2093 (1988).
- Sapp, J. L., et al. Ventricular tachycardia ablation versus escalation of antiarrhythmic drugs. New England Journal of Medicine. 375 (2), 111-121 (2016).
- Yasunaga, K., Nosaka, S. Cardiac sympathetic nerves in rats: Anatomical and functional features. The Japanese Journal of Physiology. 29 (6), (1979).
- Pardini, B. J., Lund, D. D., Schmid, P. G. Organization of the sympathetic postganglionic innervation of the rat heart. Journal of the Autonomic Nervous System. 28 (3), 193-201 (1989).
- Meyer, C., Scherschel, K. Ventricular tachycardia in ischemic heart disease: The sympathetic heart and its scars. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 312 (3), 549-551 (2017).
- Cao, J. M., et al. Relationship between regional cardiac hyperinnervation and ventricular arrhythmia. Circulation. 101 (16), 1960-1969 (2000).
- Ren, C., et al. Nerve sprouting suppresses myocardial Ito and IK1 channels and increases severity to ventricular fibrillation in rat. Autonomic Neuroscience: Basic and Clinical. 144 (1-2), 22-29 (2008).
- Zipes, D. P., et al. Treatment of ventricular arrhythmia by permanent atrial pacemaker and cardiac sympathectomy. Annals of Internal Medicine. 68 (3), 591-597 (1968).
- Kusumoto, F. M., et al. Systematic review for the 2017 AHA/ACC/HRS guideline for management of patients with ventricular arrhythmias and the prevention of sudden cardiac death. Circulation. 138 (13), (2018).
- Cronin, E. M., et al. 2019 HRS/EHRA/APHRS/LAHRS Expert Consensus Statement on Catheter Ablation of Ventricular Arrhythmias: Executive Summary. Heart Rhythm. , (2019).
- Vaseghi, M., et al. Cardiac sympathetic denervation in patients with refractory ventricular arrhythmias or electrical storm: Intermediate and long-term follow-up. Heart Rhythm. 11 (3), 360-366 (2014).
- Vaseghi, M., et al. Cardiac sympathetic denervation for refractory ventricular arrhythmias. Journal of the American College of Cardiology. 69 (25), 3070-3080 (2017).
- Ajijola, O. A., et al. Inflammation, oxidative stress, and glial cell activation characterize stellate ganglia from humans with electrical storm. JCI insight. 2 (18), 1-11 (2017).
- Rizzo, S., et al. T-cell-mediated inflammatory activity in the stellate ganglia of patients with ion-channel disease and severe ventricular arrhythmias. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 7 (2), 224-229 (2014).
- Kanazawa, H., et al. Heart failure causes cholinergic transdifferentiation of cardiac sympathetic nerves via gp130-signaling cytokines in rodents. Journal of Clinical Investigation. 120 (2), 408-421 (2010).
- Olivas, A., et al. Myocardial infarction causes transient cholinergic transdifferentiation of cardiac sympathetic nerves via gp130. Journal of Neuroscience. 36 (2), 479-488 (2016).
- Yu, L., et al. Optogenetic Modulation of Cardiac Sympathetic Nerve Activity to Prevent Ventricular Arrhythmias. Journal of the American College of Cardiology. 70 (22), 2778-2790 (2017).
- Jungen, C., et al. Increased arrhythmia susceptibility in type 2 diabetic mice related to dysregulation of ventricular sympathetic innervation. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 317 (6), 1328-1341 (2019).
- Hedger, J. H., Webber, R. H. Anatomical study of the cervical sympathetic trunk and ganglia in the albino rat (Mus norvegicus albinus). Acta Anatomica. 96 (2), 206-217 (1976).
- Furlan, A., et al. Visceral motor neuron diversity delineates a cellular basis for nipple- and pilo-erection muscle control. Nature Neuroscience. 19 (10), 1331-1340 (2016).
- Al Khafaji, F. A. H., Anderson, P. N., Mitchell, J., Mayor, D. The permeability of the capsule of autonomic ganglia to horseradish peroxidase. Journal of Anatomy. 137 (4), 675-682 (1983).
- Armour, J. A., Murphy, D. A., Yuan, B. X., Macdonald, S., Hopkins, D. A. Gross and microscopic anatomy of the human intrinsic cardiac nervous system. Anatomical Record. 247 (2), 289-298 (1997).
- Fedoroff, S., Richardson, A., Johnson, M. I. Primary Cultures of Sympathetic Ganglia. Protocols for Neural Cell Culture. (11051), 71-94 (2003).
- Scherschel, K., et al. Cardiac glial cells release neurotrophic S100B upon catheter-based treatment of atrial fibrillation. Science Translational Medicine. 11 (493), 1-12 (2019).
- Sun, Y., et al. Sudan black B reduces autofluorescence in murine renal tissue. Archives of Pathology and Laboratory Medicine. 135 (10), 1335-1342 (2011).
- Alanentalo, T., et al. Tomographic molecular imaging and 3D quantification within adult mouse organs. Nature Methods. 4 (1), 31-33 (2007).
- Kersigo, J., et al. A RNAscope whole mount approach that can be combined with immunofluorescence to quantify differential distribution of mRNA. Cell and Tissue Research. 374 (2), 251-262 (2018).
- Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Bassil, G., et al. Pulmonary vein ganglia are remodeled in the diabetic heart. Journal of the American Heart Association. 7 (23), (2018).
- Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovascular Research. 114 (2), 291-299 (2018).
- Bayles, R. G., et al. Transcriptomic and neurochemical analysis of the stellate ganglia in mice highlights sex differences. Scientific Reports. 8 (1), 8963 (2018).
- Morales, M. A., et al. Localization of choline acetyltransferase in rat peripheral sympathetic neurons and its coexistence with nitric oxide synthase and neuropeptides. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 92 (25), 11819-11823 (1995).
- Jimnez, B., Mora-Valladares, E., Zetina, M. E., Morales, M. A. Occurrence, co-occurrence and topographic distribution of choline acetyl transferase, met-enkephalin and neurotensin in the stellate ganglion of the cat. Synapse. 43 (3), 163-174 (2002).
- Ruit, K. G., Osborne, P. A., Schmidt, R. E., Johnson, E. M., Snider, W. D. Nerve growth factor regulates sympathetic ganglion cell morphology and survival in the adult mouse. Journal of Neuroscience. 10 (7), 2412-2419 (1990).
- Guo, J., et al. Involvement of P2Y 12 receptor of stellate ganglion in diabetic cardiovascular autonomic neuropathy. Purinergic Signalling. 14 (4), 345-357 (2018).
- Ajijola, O. A., et al. Remodeling of stellate ganglion neurons after spatially targeted myocardial infarction: Neuropeptide and morphologic changes. Heart Rhythm. 12 (5), 1027-1035 (2015).
- Hinrichs, S., et al. Precursor proadrenomedullin influences cardiomyocyte survival and local inflammation related to myocardial infarction. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (37), 8727-8736 (2018).
- Westermann, D., et al. Reduced degradation of the chemokine MCP-3 by matrix metalloproteinase-2 exacerbates myocardial inflammation in experimental viral cardiomyopathy. Circulation. 124 (19), 2082-2093 (2011).
- Johnsen, D., Olivas, A., Lang, B., Silver, J., Habecker, B. Disrupting protein tyrosine phosphatase σ does not prevent sympathetic axonal dieback following myocardial infarction. Experimental Neurology. 276, 1-4 (2016).
- Manousiouthakis, E., Mendez, M., Garner, M. C., Exertier, P., Makita, T. Venous endothelin guides sympathetic innervation of the developing mouse heart. Nature Communications. 5, 3918 (2014).
- Wink, J., et al. Human adult cardiac autonomic innervation: Controversies in anatomical knowledge and relevance for cardiac neuromodulation. Autonomic Neuroscience. 227, 102674 (2020).
- Kummer, W., Fischer, A., Kurkowski, R., Heym, C. The sensory and sympathetic innervation of guinea-pig lung and trachea as studied by retrograde neuronal tracing and double-labelling immunohistochemistry. Neurosciences. 49 (3), 715-737 (1992).
- Schäfer, M. K. H., Schütz, B., Weihe, E., Eiden, L. E. Target-independent cholinergic differentiation in the rat sympathetic nervous system. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94 (8), 4149-4154 (1997).
- Chen, Y., et al. Effect of a Stellate Ganglion block on acute lung injury in septic rats. Inflammation. 41 (5), 1601-1609 (2018).
- Lipov, E. G., et al. Effects of stellate-ganglion block on hot flushes and night awakenings in survivors of breast cancer: a pilot study. The Lancet Oncology. 9 (6), 523-532 (2008).
- Mo, N., Wallis, D. I., Watson, A. Properties of putative cardiac and non-cardiac neurones in the rat stellate ganglion. Journal of the Autonomic Nervous System. 47 (1-2), 7-22 (1994).
- Rajendran, P. S., et al. Identification of peripheral neural circuits that regulate heart rate using optogenetic and viral vector strategies. Nature Communications. 10 (1), 1-13 (2019).
- Hanani, M. Satellite glial cells in sympathetic and parasympathetic ganglia: In search of function. Brain Research Reviews. 64 (2), 304-327 (2010).
- Larsen, H. E., Lefkimmiatis, K., Paterson, D. J. Sympathetic neurons are a powerful driver of myocyte function in cardiovascular disease. Scientific Reports. 6, 1-11 (2016).
- Hasan, W., et al. Sympathetic hyperinnervation and inflammatory cell NGF synthesis following myocardial infarction in rats. Brain Research. 1124 (1), 142-154 (2006).
- Lorentz, C. U., et al. Heterogeneous ventricular sympathetic innervation, altered β-adrenergic receptor expression, and rhythm instability in mice lacking the p75 neurotrophin receptor. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 298 (6), 1652-1660 (2010).
