Summary

تشريح فعال وثقافة الخلايا الظهارية صبغة الفأر الأولية

Published: February 10, 2021
doi:

Summary

يصف هذا البروتوكول ، الذي تم الإبلاغ عنه في الأصل من قبل Fernandez-Godino وآخرون في عام 20161، طريقة لعزل خلايا RPE الماوس والثقافة بكفاءة ، والتي تشكل طبقة أحادية RPE وظيفية ومستقطبة في غضون أسبوع واحد على لوحات Transwell. يستغرق الإجراء حوالي 3 ساعات.

Abstract

تؤثر اضطرابات العين على ملايين الأشخاص في جميع أنحاء العالم، ولكن محدودية توافر الأنسجة البشرية تعيق دراستهم. نماذج الماوس هي أدوات قوية لفهم الفيزيولوجيا المرضية لأمراض العين بسبب أوجه التشابه بينها وبين التشريح البشري وعلم وظائف الأعضاء. التعديلات في ظهارة صبغ الشبكية (RPE)، بما في ذلك التغيرات في مورفولوجيا ووظيفة، هي السمات المشتركة بين العديد من اضطرابات العين. ومع ذلك، العزلة الناجحة والثقافة من خلايا RPE الماوس الأساسي صعبة للغاية. هذه الورقة هي نسخة سمعية بصرية محدثة من البروتوكول الذي سبق نشره من قبل فرنانديز غودينو وآخرون في عام 2016 لعزل خلايا RPE الأولية للفأر وثقافتها بكفاءة. هذه الطريقة قابلة للاستنساخ للغاية وتؤدي إلى ثقافات قوية من الطبقات الأحادية RPE المستقطبة والمصطبغة للغاية التي يمكن الحفاظ عليها لعدة أسابيع على Transwells. يفتح هذا النموذج آفاقا جديدة لدراسة الآليات الجزيئية والخلوية الكامنة وراء أمراض العين. وعلاوة على ذلك، فإنه يوفر منصة لاختبار النهج العلاجية التي يمكن استخدامها لعلاج أمراض العيون الهامة مع الاحتياجات الطبية غير الملباة، بما في ذلك اضطرابات الشبكية الموروثة والضمور البقعي.

Introduction

يصف هذا البروتوكول، الذي تم الإبلاغ عنه في الأصل من قبل Fernandez-Godino وآخرون في عام 2016طريقة لعزل وزراعة خلايا ظهارة صبغة الشبكية (RPE) بكفاءة، والتي تشكل طبقة أحادية RPE وظيفية ومستقطبة في غضون أسبوع واحد على لوحات Transwell. وRPE هو طبقة واحدة تقع في العين بين شبكية العين العصبية وغشاء بروش. تتكون هذه الطبقة الواحدة من خلايا ظهارية مستقطبة ومصطبغة للغاية انضمت إليها تقاطعات ضيقة ، مما يعرض شكلا سداسيا يشبه قرص العسل2. على الرغم من هذه البساطة النسيجية الواضحة ، فإن RPE تؤدي مجموعة واسعة من الوظائف الحرجة للشبكية والدورة البصرية العادية2و3و4. وتشمل الوظائف الرئيسية لطبقة واحدة RPE امتصاص الضوء, تغذية وتجديد مستقبلات ضوئية, إزالة المنتجات النهائية الأيضية, السيطرة على التوازن الأيونية في الفضاء تحت الشبكية والحفاظ على حاجز الدم الشبكية2,3. كما أن ل RPE دورا هاما في التشكيل المحلي للجهاز المناعي فيالعين5و6و7و8و9و10و11. الضمور و / أو خلل في RPE هي السمات المشتركة بين العديد من اضطرابات العين مثل التهاب الشبكية الصباغي، الليبر الحمى الخلقية، المهق، اعتلال الشبكية السكري، والضمور البقعي12،13،14،15. لسوء الحظ، توافر الأنسجة البشرية محدودة. ونظرا للحفاظ على درجة عالية من التماثل الوراثي مع البشر، نماذج الماوس تمثل أداة مناسبة ومفيدة لدراسة اضطرابات العين16،17،18،19. وعلاوة على ذلك، فإن استخدام الخلايا RPE الأولية المستزرعة يوفر مزايا مثل التلاعب الجيني واختبار المخدرات التي يمكن أن تسرع تطوير علاجات جديدةلهذهالاضطرابات التي تهدد الرؤية 9،11.

تفتقر الأساليب الموجودة المتوفرة لعزل RPE الماوس والثقافة بشكل مستنسخ ولا تلخص ميزات RPE في الجسم الحي مع موثوقية كافية. الخلايا تميل إلى فقدان التصبغ، شكل سداسي والمقاومة الكهربائية عبر الإبط (TER) في غضون أيام قليلة في الثقافة13،20. منذ إنشاء هذه الثقافات الخلية RPE الأولية من الفئران هو عملية صعبة، وقد تم إنشاء هذا البروتوكول الأمثل على أساس بروتوكولات أخرى لعزل خلايا RPE من الفئران وعيون الإنسان21،22،23 لتشريح عيون الماوس، وجمع RPE والثقافة خلايا RPE الماوس في المختبر.

Protocol

واتبعت المبادئ التوجيهية لبيان ARVO لاستخدام الحيوانات في بحوث العيون والرؤية. ملاحظة: وقد ثبت نجاح هذه الطريقة مع الفئران من خلفيات وراثية مختلفة، بما في ذلك C57BL/6J، B10. D2-HCس H2د H2-T18ج/ oSnJ، والفئران المهق، في مختلف الأعمار. يفضل استخدام الفئران 8 إلى 12 أسبوعا للح?…

Representative Results

وقد استخدم هذا البروتوكول لعزل وزراعة خلايا RPE من الفئران المعدلة وراثيا1. ولم تلاحظ أي اختلافات بين سلالات الفئران أو نوع الجنس. وقد ساعدت النتائج على فهم بعض الجوانب الهامة للآلية الكامنة وراء أمراض العين مثل الضمور البقعي المرتبط بالعمر ، وهو السبب الأكثر شيوعا لفقدان البص…

Discussion

في حين تم تطوير عدة طرق لعزل خلية RPE الماوس والثقافة قبل1،13،20،22،26،27، طريقة فرنانديز غودينو تستخدم لأول مرة إدراج الغشاء مما يسمح للنمو الفعال للخلايا RPE في الثقافةلأسابي?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وقد دعم هذا العمل معهد الجينوم البصري في ماساتشوستس للعيون والأذن.

Materials

10 ml BD Luer-Lok tip syringe, disposable BD Biosciences 309604
15 ml centrifuge tube VWR International 21008-103
50 ml centrifuge tube VWR International 21008-951
Alpha Minimum Essential Medium Sigma-Aldrich M4526-500ML
Angled micro forceps WPI 501727
Bench-top centrifuge any
CO2 incubator Thermo HERA VIOS 160I CO2 SST TC 120V
Dissecting microscope Any
Dulbecco’s Phospate Buffered Saline no Calcium, no Magnesium Gibco 14190144
Dumont #5 45° Medical Biology tweezers, 0.05 x 0.01 mm tip, 11 cm length WPI 14101
Ethanol Sigma-Aldrich E7023-500ML
Falcon Easy-Grip Clear Polystyrene Cell Culture Dish, 35mm BD Biosciences 353001
Fetal Bovine Serum Hyclone SH30071.03 Heat inactivated.
Hank’s Balanced Salt Solution plus Calcium and Magnesium, no Phenol Red Life Technologies 14175095
Hank’s Balanced Salt Solution plus Calcium and Magnesium, no Phenol Red B6 Life Technologies 14025092
HEPES 1M Gibco 15630106
Hyaluronidase Sigma-Aldrich H-3506 1G
Hydrocortisone Sigma-Aldrich H-0396
Laminar flow hood Thermo CLASS II A2 4 115V PACKAGECLA
Laminin 1mg/ml Sigma-Aldrich L2020-1 MG Dilute in PBS at 37C to 1mg/ml
McPherson-Vannas Micro Scissors 8 cm long WPI 503216
Non-essential amino acids 100X Gibco 11140050
N1 Supplement 100X Sigma-Aldrich N6530-5ML
Penicillin-Streptomycin Gibco 15140-148
Sterile Bard-Parker Carbon steel surgical blade size 11 Fisher-Scientific 08-914B
Taurine Sigma-Aldrich T-0625
Tissue culture treated 12-well plates Fisher-Scientific 08-772-29
Tissue culture treated 6-well plates Fisher-Scientific 14-832-11
Transwell supports 6.5 mm Sigma-Aldrich CLS3470-48EA
Triiodo-thyronin Sigma-Aldrich T-5516
Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red Gibco 25200056
Tweezer, Dumont #5 Medical Biology 11 cm, curved, stainless steel 0.02 x 0.06 mm Mod tips WPI 500232
Vannas Scissors 8cm long, stainless steel WPI 501790
Whatman Puradisc 25mm Syringe Filters 0.45μm pore size Fisher-Scientific 6780-2504

References

  1. Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. Isolation, culture and characterization of primary mouse RPE cells. Nature Protocols. 11 (7), 1206-1218 (2016).
  2. Strauss, O. The retinal pigment epithelium in visual function. Physiological Reviews. 85 (3), 845-881 (2005).
  3. Konari, K., et al. Development of the blood-retinal barrier in vitro: Formation of tight junctions as revealed by occludin and ZO-1 correlates with the barrier function of chick retinal pigment epithelial cells. Experimental Eye Research. 61 (1), 99-108 (1995).
  4. Kay, P., Yang, Y. C., Paraoan, L. Directional protein secretion by the retinal pigment epithelium: Roles in retinal health and the development of age-related macular degeneration. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 17 (7), 833-843 (2013).
  5. Johnson, L. V., Leitner, W. P., Staples, M. K., Anderson, D. H. Complement activation and inflammatory processes in drusen formation and age related macular degeneration. Experimental Eye Research. 73 (6), 887-896 (2001).
  6. Hageman, G. S., et al. An integrated hypothesis that considers drusen as biomarkers of immune-mediated processes at the RPE-Bruch’s membrane interface in aging and age-related macular degeneration. Progress in Retinal and Eye Research. 20 (6), 705-732 (2001).
  7. Lommatzsch, A., et al. Are low inflammatory reactions involved in exudative age-related macular degeneration. Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 246 (6), 803-810 (2008).
  8. Bandyopadhyay, M., Rohrer, B. Matrix metalloproteinase activity creates pro-angiogenic environment in primary human retinal pigment epithelial cells exposed to complement. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (4), 1953-1961 (2012).
  9. Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. A local complement response by RPE causes early-stage macular degeneration. Human Molecular Genetics. 24 (19), 5555-5569 (2015).
  10. Fernandez-Godino, R., Bujakowska, K. M., Pierce, E. A. Changes in extracellular matrix cause RPE cells to make basal deposits and activate the alternative complement pathway. Human Molecular Genetics. 27 (1), 147-159 (2018).
  11. Fernandez-Godino, R., Pierce, E. A. C3a triggers formation of sub-retinal pigment epithelium deposits via the ubiquitin proteasome pathway. Scientific Reports. 8 (1), 1-14 (2018).
  12. Farkas, M. H., et al. Mutations in Pre-mRNA processing factors 3, 8, and 31 cause dysfunction of the retinal pigment epithelium. American Journal of Pathology. 184 (10), 2641-2652 (2014).
  13. Geisen, P., Mccolm, J. R., King, B. M., Hartnett, E. Characterization of Barrier Properties and Inducible VEGF Expression of Several Types of Retinal Pigment Epithelium in Medium-Term Culture. Current Eye Research. 31, 739 (2006).
  14. Schütze, C., et al. Retinal pigment epithelium findings in patients with albinism using wide-field polarization-sensitive optical coherence tomography. Retina. 34 (11), 2208-2217 (2014).
  15. Samuels, I. S., Bell, B. A., Pereira, A., Saxon, J., Peachey, N. S. Early retinal pigment epithelium dysfunction is concomitant with hyperglycemia in mouse models of type 1 and type 2 diabetes. Journal of Neurophysiology. 113 (4), 1085-1099 (2015).
  16. Garland, D. L., et al. Mouse genetics and proteomic analyses demonstrate a critical role for complement in a model of DHRD/ML, an inherited macular degeneration. Human Molecular Genetics. 23 (1), 52-68 (2014).
  17. Fu, L., et al. The R345W mutation in EFEMP1 is pathogenic and causes AMD-like deposits in mice. Human Molecular Genetics. 16 (20), 2411-2422 (2007).
  18. Greenwald, S. H., et al. Mouse Models of NMNAT1-Leber Congenital Amaurosis (LCA9) Recapitulate Key Features of the Human Disease. American Journal of Pathology. 186 (7), 1925-1938 (2016).
  19. Gupta, P. R., et al. Ift172 conditional knock-out mice exhibit rapid retinal degeneration and protein trafficking defects. Human Molecular Genetics. 27 (11), 2012-2024 (2018).
  20. Gibbs, D., Williams, D. S. Isolation and culture of primary mouse retinal pigmented epithelial cells. Advances in Experimental Medicine and Biology. 533, 347-352 (2003).
  21. Bonilha, V. L., Finnemann, S. C., Rodriguez-Boulan, E. Ezrin promotes morphogenesis of apical microvilli and basal infoldings in retinal pigment epithelium. Journal of Cell Biology. 147 (7), 1533-1547 (1999).
  22. Nandrot, E. F., et al. Loss of synchronized retinal phagocytosis and age-related blindness in mice lacking αvβ5 integrin. Journal of Experimental Medicine. 200 (12), 1539-1545 (2004).
  23. Maminishkis, A., et al. Confluent monolayers of cultured human fetal retinal pigment epithelium exhibit morphology and physiology of native tissue. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 47 (8), 3612-3624 (2006).
  24. Maminishkis, A., Miller, S. S. Experimental models for study of retinal pigment epithelial physiology and pathophysiology. Journal of Visualized Experiments. (45), (2010).
  25. Brydon, E. M., et al. AAV-Mediated Gene Augmentation Therapy Restores Critical Functions in Mutant PRPF31+/− iPSC-Derived RPE Cells. Molecular Therapy – Methods and Clinical Development. 15, 392-402 (2019).
  26. Shang, P., Stepicheva, N. A., Hose, S., Zigler, J. S., Sinha, D. Primary cell cultures from the mouse retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. 2018 (133), (2018).
  27. Bonilha, V. Age and disease-related structural changes in the retinal pigment epithelium. Clinical Ophthalmology. 2 (2), 413 (2008).
check_url/fr/62228?article_type=t&slug=efficient-dissection-culture-primary-mouse-retinal-pigment-epithelial

Play Video

Citer Cet Article
Chinchilla, B., Getachew, H., Fernandez-Godino, R. Efficient Dissection and Culture of Primary Mouse Retinal Pigment Epithelial Cells. J. Vis. Exp. (168), e62228, doi:10.3791/62228 (2021).

View Video