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Biochimie

ट्रिप्टोफान-एएनएस FRET का अध्ययन करने के लिए एक रिकॉम्बिनेंट सीए2 +-ATPase N-डोमेन में ट्रिप्टोफान अवशेषों का रासायनिक संशोधन

Published: October 09, 2021
doi:
10.3791/62770
,
1Instituto de Física,Universidad Autónoma de San Luis Potosí

Summary

ANS सीए2 +-ATPase recombinant N-डोमेन के लिए बांधता है। फ्लोरेसेंस स्पेक्ट्रा 295 एनएम की तरंग दैर्ध्य पर उत्तेजन पर एक FRET की तरह पैटर्न प्रदर्शित करता है। टीआरपी का एनबीएस-मध्यस्थता रासायनिक संशोधन एन-डोमेन के फ्लोरेसेंस को quenches करता है, जिससे टीआरपी अवशेषों और एएनएस के बीच ऊर्जा हस्तांतरण (FRET) की अनुपस्थिति होती है।

Abstract

सारको/एंडोप्लाज्मिक रेटिकुलम सीए2+-एटीपीएसई (एसईआरसीए) एक पी-प्रकार की एटीपीई है जिसे विभिन्न अनुरूपता में सघन किया गया है। विस्तृत कार्यात्मक जानकारी फिर भी अलग-अलग पुनर्संयोजन डोमेन से प्राप्त की जा सकती है। इंजीनियर (Trp552Leu और Tyr587Trp) पुनः संयोजन न्यूक्लियोटाइड-बाध्यकारी डोमेन (एन-डोमेन) लिगामेंट बाइंडिंग पर बुझाने फ्लोरेसेंस प्रदर्शित करता है। एक बाह्य फ्लोरोफोर, अर्थात्, 8-अनिलिनो-1-नेफ्थालीन सल्फोनेट (एएनएस), एर्ग, हि, अला, एलू और पीएचई अवशेषों के साथ इलेक्ट्रोस्टैटिक और हाइड्रोफोबिक इंटरैक्शन के माध्यम से न्यूक्लियोटाइड-बाइंडिंग साइट से बांधता है। ANS बाध्यकारी फ्लोरेसेंस तीव्रता में वृद्धि का सबूत है जब 370 एनएम की एक तरंग दैर्ध्य (λ) पर उत्साहित है। हालांकि, जब 295 एनएम के λ उत्साहित, फ्लोरेसेंस तीव्रता में वृद्धि एन-डोमेन आंतरिक फ्लोरेसेंस के शमन के साथ मिलकर प्रतीत होती है। फ्लोरेसेंस स्पेक्ट्रा एक फॉस्टर अनुनाद ऊर्जा हस्तांतरण (FRET) की तरह पैटर्न प्रदर्शित करता है, जिससे टीआरपी-एंस FRET जोड़ी की उपस्थिति का सुझाव दिया जाता है, जो Tyr587Trp और एंस के बीच कम दूरी (~ 20 Å) द्वारा समर्थित प्रतीत होता है। इस अध्ययन में टीआरपीरासायनिक संशोधन (और फ्लोरेसेंस शमन) द्वारा टीआरपी-एएनएस FRET जोड़ी के विश्लेषण का वर्णन किया गया है जो एन-ब्रोमोस्यूसिनिमाइड (एनबीएस) द्वारा मध्यस्थता की जाती है। रासायनिक रूप से संशोधित एन-डोमेन में, एएनएस फ्लोरेसेंस 295 एनएम के λ पर उत्साहित होने पर बढ़ गया, जो 370 एनएम के λ पर उत्साहित होता है। इसलिए टीआरपी अवशेषों के एनबीएस-मध्यस्थता वाले रासायनिक संशोधन का इस्तेमाल टीआरपी और एएनएस के बीच FRET की अनुपस्थिति की जांच के लिए किया जा सकता है । टीआरपी फ्लोरेसेंस के अभाव में, किसी को एन्स फ्लोरेसेंस में वृद्धि का पालन नहीं करना चाहिए। एनबीएस द्वारा प्रोटीन में टीआरपी अवशेषों का रासायनिक संशोधन टीआरपी अवशेषों के बीच FRET की जांच के लिए उपयोगी हो सकता है जो बाध्य ANS के करीब हैं। अन्य फ्लोरोफोरस का उपयोग करते समय यह परख भी उपयोगी होगी।

Introduction

फॉस्टर अनुनाद ऊर्जा हस्तांतरण (एफईआरटी) प्रोटीन संरचना और कार्य अध्ययन 1 ,2,3,4में बाध्यकारी या बातचीत के बाद आणविकसंरचनाओंके बीच की दूरी निर्धारित करने के लिए एक मानक तकनीक बन गया है। पी-प्रकार के एटीपीएएसईएस में, जेआरटी का उपयोग सरको-एंडोप्लाज्मिक रेटिकुलम सीए 2 + -एटीपीएस (एसईआरसीए)2,5,6,7,8,जैसे, उत्प्रेरक चक्र के दौरान संरचनात्मक उतार-चढ़ाव की संरचना और कार्य की जांच करने के लिए किया गयाहै।

FRET दाताओं विविध हैं, और छोटे फ्लोरोसेंट (बाह्य) अणुओं से फ्लोरोसेंट प्रोटीन9,10के लिए सीमा । ट्राइप्टोफन (टीआरपी) अवशेष (उनके फ्लोरेसेंस के कारण) प्रोटीन अमीनो एसिड दृश्यों में संरचनात्मक परिवर्तनों की पहचान करने के लिए उपयोगी हैं11,12। टीआरपी की फ्लोरेसेस तीव्रता इसके आसपास के वातावरण13,14की ध्रुवता पर काफी हद तक निर्भर करती है . लिगांड बाइंडिंग आमतौर पर प्रोटीन/एंजाइम15,16में संरचनात्मक पुनर्व्यवस्था उत्पन्न करती है । यदि टीआरपी प्रोटीन बाध्यकारी साइट के करीब मौजूद है या स्थित है, तो संरचनात्मक उतार-चढ़ाव अक्सर जलीय मीडिया13,14के लिए टीआरपी एक्सपोजर की डिग्री को प्रभावित करते हैं। इस प्रकार, ध्रुवता में परिवर्तन टीआरपी फ्लोरेसेंस तीव्रता13,14की शमन में परिणाम . इसलिए, टीआरपी की फ्लोरोसेंट संपत्ति एंजाइमों के लिए लिगांड बाध्यकारी अध्ययन करने के लिए उपयोगी है। अन्य भौतिक घटनाओं से टीआरपी फ्लोरेसेंस शमन17,18,19,20,जैसे, FRET और मध्यम ध्रुवीयता में परिवर्तन हो सकता है। टीआरपी की उत्तेजित स्थिति से फ्लोरोफोर में ऊर्जा हस्तांतरण में संभावित अनुप्रयोग भी होते हैं, उदाहरण के लिए, प्रोटीन21में छोटे लिगामेंट्स का आत्मीयता निर्धारण। दरअसल, टीआरपी का उपयोग मुख्य रूप से प्रोटीन22, 23, 24, 24,जैसे, टेर्बियम (टीबी3 +)FRET अध्ययनों में FRET अध्ययनों में फ्लोरेसेंस डोनर के रूप में किया जाता है, टीआरपी अवशेषों का उपयोग टीबी3 +25, 26,27में ऊर्जा हस्तांतरण के लिए एंटीना के रूप में अक्सर किया जाता है। टीआरपी प्रोटीन संरचना में अपने अंतर्निहित संविलियन चरित्र के कारण अन्य FRET दानदाताओं पर विभिन्न लाभ प्रदर्शित करता है, जो प्रेटिव प्रक्रियाओं की आवश्यकता को समाप्त करता है जो अध्ययन किए गए प्रोटीन24के कार्य/संरचना को प्रभावित कर सकते हैं। इस प्रकार , प्रोटीन संरचनात्मक पुनर्व्यवस्थाओं से प्रेरित मध्यम ध्रुवता में ऊर्जा अंतरण और परिवर्तन की पहचान प्रोटीन संरचनात्मक अध्ययन13 , 14,19,28में लिगांड बाध्यकारी के बारे में सटीक निष्कर्ष निकालने के लिए महत्वपूर्ण है ।

प्रोटीन संरचनात्मक अध्ययनों में, एक बाह्य फ्लोरोफोर, अर्थात्, 8-अनिलिनो-1-नेफ्थालीन सल्फोनेट (एएनएस), मुख्य रूप से प्रोटीनतह से संबंधित प्रयोगों में इस्तेमाल किया गयाहै/ ANS मूल राज्य में प्रोटीन/एंजाइमों के लिए बांधता है, आमतौर पर सब्सट्रेट्स31,32, 33के बाध्यकारी स्थलों में; एएनएस फ्लोरेसेंस क्वांटम यील्ड (ΦF) (अर्थात्, फ्लोरेसेंस तीव्रता में वृद्धि) में वृद्धि λ = 370 एनएम पर प्रोटीन को रोमांचक द्वारा प्रेरित करती है जब एआरजी के साथ एएनएस की उपयुक्त बातचीत और हाइड्रोफोबिक जेब में उनके अवशेष34,35,36, 37होते हैं। विभिन्न अध्ययनों में, टीआरपी अवशेषों (दानदाताओं) और एएनएस (स्वीकार्य) के बीच 280-295 एनएम के भीतर Λ में रोमांचक होने की घटना की सूचना दी गई है, जो निम्नलिखित पर आधारित है: 1) टीआरपी के फ्लोरेसेंस उत्सर्जन स्पेक्ट्रम का ओवरलैप और एएनएस, 2 का उत्तेजन स्पेक्ट्रम) एक या एक से अधिक टीआरपी अवशेषों (एस) और ऊर्जा हस्तांतरण के लिए एएनएस के एक उपयुक्त दूरी की पहचान 3) प्रोटीन की जेब में बंधे होने पर उच्च एएनएस क्वांटम यील्ड , और 4) एएनएस 3 , 17 ,27,37,37,38की उपस्थिति में प्रोटीन के फ्लोरेसेंस स्पेक्ट्रा में विशेषता FRET पैटर्न।

हाल ही में, एसईआरसीए और अन्य पी-प्रकार के एटीपीएएस में न्यूक्लियोटाइड-बाइंडिंग डोमेन (एन-डोमेन) के लिए बाध्यकारी लिगांड की जांच इंजीनियर रिकॉम्बिनेंटएन-डोमेन40, 41,42,43,44,45, 46का उपयोग करके की गई है। एसईआरसीए एन-डोमेन की आणविक इंजीनियरिंग का उपयोग एकमात्र टीआरपी अवशेष (Trp552Leu) को अधिक गतिशील संरचना (Tyr587Trp) में स्थानांतरित करने के लिए किया गया है जो न्यूक्लियोटाइड-बाध्यकारी साइट के करीब है, जहां फ्लोरेसेंस विविधताओं (शमन) का उपयोग लिगांड बाध्यकारी34पर संरचनात्मक परिवर्तनों की निगरानी के लिए किया जा सकता है। प्रायोगिक परिणामों से पता चला है कि एएनएस शुद्ध पुनः संयोजन SERCA एन-डोमेन34में न्यूक्लियोटाइड-बाध्यकारी साइट को (एटीपी के रूप में) बांधता है। दिलचस्प बात यह है कि 295 एनएम के λ में उत्तेजन पर एन-डोमेन के लिए बाध्यकारी होने पर एएनएस फ्लोरेसेंस बढ़ जाता है, जबकि एन-डोमेन का आंतरिक फ्लोरेसेंस34कम हो जाता है, जिससे एक FRET पैटर्न का उत्पादन होता है जो टीआरपी-एएनएस FRET जोड़ी के गठन का सुझाव देता है।

एनबीएस के उपयोग को संशोधित प्रोटीन की परख को अवशोषित करके प्रोटीन47 में टीआरपी अवशेषों की सामग्री का निर्धारण करने का प्रस्ताव किया गया है। एनबीएस टीआरपी के अत्यधिक अवशोषित इंडोल समूह को कम शोषक ऑक्सइंडोल47,48मेंसंशोधितकरता है । इसके परिणामस्वरूप टीआरपी फ्लोरोसेंट संपत्ति40के नुकसान (शमन) होता है। इसलिए, टीआरपी अवशेषों के एनबीएस-मध्यस्थता रासायनिक संशोधन का उपयोग टीआरपी (दाता के रूप में) की भूमिका को परिभाषित करने के लिए एक परख के रूप में किया जा सकता है जब FRET परिकल्पना की जाती है।

यह प्रोटोकॉल एक प्रोटीन मॉडल के रूप में एसईआरसीए के इंजीनियर पुनर्संयोजन एन-डोमेन में एनबीएस द्वारा एकमात्र टीआरपी अवशेषों के रासायनिक संशोधन का वर्णन करता है। प्रायोगिक परिणाम दर्शाते हैं कि रासायनिक एनबीएस-संशोधित एन-डोमेन34में एन एस फ्लोरेसेंस तीव्रता अभी भी बढ़ जाती है, जिसमें आंतरिक फ्लोरेसेंस का अभाव है। इसलिए, परख टीआरपी अवशेषों और एएनएस के बीच FRET की अनुपस्थिति का प्रदर्शन करने के लिए उपयोगी है जब एन-डोमेन34,40,49से बंधे हैं। इसलिए, यह परख (टीआरपी का एनबीएस रासायनिक संशोधन) प्रोटीन में टीआरपी-एएनएस FRET जोड़ी की उपस्थिति साबित करने में उपयोगी है।

Protocol

1. ANS और SERCA N-डोमेन बातचीत के(सिलिको में)दृढ़ संकल्प पसंदीदा प्रोटीन मॉडलिंग सॉफ्टवेयर 50 का उपयोग करके आणविक मॉडलिंग द्वारा प्रोटीन (एसईआरसीए एन-डोमेन) की त्रि-आयामी(3डी) संरचना उत्पन्न करे?…

Representative Results

आणविक डॉकिंग इलेक्ट्रोस्टैटिक के साथ-साथ हाइड्रोफोबिक इंटरैक्शन(चित्रा 1)के माध्यम से एन-डोमेन की न्यूक्लियोटाइड-बाध्यकारी साइट के लिए एएनएस के बाध्यकारी से पता चलता है। टीआरपी अवशेषों औ…

Discussion

एएनएस-एन-डोमेन कॉम्प्लेक्स का फ्लोरेसेंस स्पेक्ट्रा 295 एनएम के λ में उत्साहित होने पर एक FRET-जैसा पैटर्न प्रदर्शित करता है, जबकि टीआरपी अवशेषों और एएनएस के बीच आणविक दूरी (20 Å) FRET(चित्रा 1)की घटना ?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

इस काम को आंशिक रूप से एफएआई-यूएएसएलपी ग्रांट नंबर C19-FAI-05-89.89 और CONACYT अनुदान संख्या 316463 (एपोयोस ए ला सिएंसिया डी फ्रंटेरा: फोर्टालेसिमेंटो वाई मैंटेनिमिएटो डी इन्फ्रास्ट्रक्चरस डी इन्वेस्टिगासिओन डी यूएसओ कोमुन वाई कैपेसिcióनटीसी लेखक वीडियो संस्करण में जूलियन ई. माता-मोरालेस की तकनीकी सहायता का शुक्रिया अदा करते हैं ।

Materials

Acrylamide Bio-Rad 1610107 SDS-PAGE
Ammonium persulfate Bio-Rad 1610700 SDS-PAGE
8-Anilino-1-naphthalenesulfonic acid Sigma-Aldrich A1028 Fluorophore
Bis-acrylamide Bio-Rad 1610125 SDS-PAGE
N-Bromosuccinimide Sigma-Aldrich B81255 Chemical modification
N,N-dimethylformamide J.T. Baker 9213-12 Stock solution preparation
Fluorescein isothiocyanate Sigma-Aldrich F7250 Chemical fluorescence label
Fluorescence cuvette Hellma Z801291 Fluorescence assay
Fluorescence Spectrofluorometer Shimadzu RF 5301PC Fluorescence assay
HisTrap™ FF GE Healtcare 11-0004-59 Protein purification
IPTG, Dioxane free American Bionalytical AB00841-00010 Protein expression
Imidazole Sigma-Aldrich I5513-25G Protein purification
LB media Fisher Scientific 10000713 Cell culture
Pipetman L P10L Gilson FA10002M Fluorescence assay
Pipetman L P100L Gilson FA10004M Fluorescence assay
Pipetman L P200L Gilson FA10005M Fluorescence assay
Pipetman L P1000L Gilson FA10006M Fluorescence assay
Pipetman L P5000L Gilson FA10007 Fluorescence assay
Precision plus std Bio-Rad 1610374 SDS-PAGE
Sodium dodecyl sulphate Bio-Rad 1610302 SDS-PAGE
Sodium phosphate dibasic J.T. Baker 3828-19 Buffer preparation
Sodium phosphate monobasic J.T. Baker 3818-01 Buffer preparation
Syringe filter 0.2 um Millipore GVWP04700 Solution filtration
Temed Bio-Rad 1610801 SDS-PAGE
Tris Bio-Rad 1610719 SDS-PAGE
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References

  1. Munishkina, L. A., Fink, A. L. Fluorescence as a method to reveal structures and membrane-interactions of amyloidogenic proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1768 (8), 1862-1885 (2007).
  2. Dong, X., Thomas, D. D. Time-resolved FRET reveals the structural mechanism of SERCA-PLB regulation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 449 (2), 196-201 (2014).
  3. Szilvay, G. R., Blenner, M. A., Shur, O., Cropek, D. M., Banta, S. A FRET-based method for probing the conformational behavior of an intrinsically disordered repeat domain from Bordetella pertussis adenylate cyclase. Biochimie. 48 (47), 11273-11282 (2009).
  4. Sun, Y., Wallrabe, H., Booker, C. F., Day, R. N., Periasamy, A. Three-color spectral FRET microscopy localizes three interacting proteins in living cells. Biophysical Journal. 99 (4), 1274-1283 (2010).
  5. Cornea, R. L., et al. High-throughput FRET assay yields allosteric SERCA activators. Journal of Biomolecular Screening. 18 (1), 97-107 (2013).
  6. Gruber, S. J., et al. Discovery of enzyme modulators via high-throughput time-resolved FRET in living cells. Journal of Biomolecular Screening. 19 (2), 215-222 (2014).
  7. Dyla, M., et al. Dynamics of P-type ATPase transport revealed by single-molecule FRET. Nature. 551 (7680), 346-351 (2017).
  8. Corradi, G. R., Adamo, H. P. Intramolecular fluorescence resonance energy transfer between fused autofluorescent proteins reveals rearrangements of the N- and C-terminal segments of the plasma membrane Ca2+ pump involved in the activation. The Journal of Biological Chemistry. 282 (49), 35440-35448 (2007).
  9. Piston, D. W., Kremers, G. -. J. Fluorescent protein FRET: The good, the bad and the ugly. Trends in Biochemical Sciences. 32 (9), 407-414 (2007).
  10. Ma, L., Yang, F., Zheng, J. Application of fluorescence resonance energy transfer in protein studies. Journal of Molecular Structure. 1077, 87-100 (2014).
  11. Chen, Y., Barkley, M. D. Toward understanding tryptophan fluorescence in proteins. Biochimie. 37 (28), 9976-9982 (1998).
  12. Zelent, B., et al. Tryptophan fluorescence yields and lifetimes as a probe of conformational changes in human glucokinase. Journal of Fluorescence. 27 (5), 1621-1631 (2017).
  13. Callis, P. R. Binding phenomena and fluorescence quenching. I: Descriptive quantum principles of fluorescence quenching using a supermolecule approach. Journal of Molecular Structure. 1077, 14-21 (2014).
  14. Callis, P. R. Binding phenomena and fluorescence quenching. II: Photophysics of aromatic residues and dependence of fluorescence spectra on protein conformation. Journal of Molecular Structure. 1077, 22-29 (2014).
  15. Agarwal, P. K., Geist, A., Gorin, A. Protein dynamics and enzymatic catalysis: Investigating the peptidyl-prolyl cis-trans isomerization activity of cyclophilin A. Biochimie. 43 (33), 10605-10618 (2004).
  16. Deng, H., Zhadin, N., Callender, R. Dynamics of protein ligand binding on multiple time scales: NADH binding to lactate dehydrogenase. Biochimie. 40 (13), 3767-3773 (2001).
  17. van de Weert, M. Fluorescence quenching to study protein-ligand binding: common errors. Journal of fluorescence. 20 (2), 625-629 (2010).
  18. van de Weert, M., Stella, L. Fluorescence quenching and ligand binding: A critical discussion of a popular methodology. Journal of Molecular Structure. 998 (1-3), 144-150 (2011).
  19. Stella, L., van de Weert, M., Burrows, H. D., Fausto, R. Fluorescence spectroscopy and binding: Getting it right. Journal of Molecular Structure. 1077, 1-3 (2014).
  20. Credi, A., Prodi, L. Inner filter effects and other traps in quantitative spectrofluorimetric measurements: Origins and methods of correction. Journal of Molecular Structure. 1077, 30-39 (2014).
  21. Lee, M. M., Peterson, B. R. Quantification of small molecule-protein interactions using FRET between tryptophan and the pacific blue fluorophore. ACS Omega. 1 (6), 1266-1276 (2016).
  22. Zhang, Y., et al. Comparison of FÖrster-resonance-energy-transfer acceptors for tryptophan and tyrosine residues in native proteins as donors. Journal of Fluorescence. 23 (1), 147-157 (2013).
  23. Xie, Y., Maxson, T., Tor, Y. Fluorescent ribonucleoside as a FRET acceptor for tryptophan in native proteins. Journal of the American Chemical Society. 132 (34), 11896-11897 (2010).
  24. Ghisaidoobe, A. B. T. T., Chung, S. J. Intrinsic tryptophan fluorescence in the detection and analysis of proteins: A focus on Förster resonance energy transfer techniques. International Journal of Molecular Sciences. 15 (12), 22518-22538 (2014).
  25. Goryashchenko, A. S., et al. Genetically encoded FRET-sensor based on terbium chelate and red fluorescent protein for detection of caspase-3 activity. International Journal of Molecular Sciences. 16 (7), 16642-16654 (2015).
  26. Arslanbaeva, L. R., et al. Induction-resonance energy transfer between the terbium-binding peptide and the red fluorescent proteins DsRed2 and TagRFP. Biophysics. 56 (3), 381-386 (2011).
  27. Di Gennaro, A. K., Gurevich, L., Skovsen, E., Overgaard, M. T., Fojan, P. Study of the tryptophan-terbium FRET pair coupled to silver nanoprisms for biosensing applications. Physical Chemistry Chemical Physics. 15 (22), 8838-8844 (2013).
  28. Hawe, A., Poole, R., Jiskoot, W. Misconceptions over Förster resonance energy transfer between proteins and ANS/bis-ANS: Direct excitation dominates dye fluorescence. Analytical Biochemistry. 401 (1), 99-106 (2010).
  29. Ghosh, U., Das, M., Dasgupta, D. Association of fluorescent probes 1-anilinonaphthalene-8-sulfonate and 4,4´-dianilino-1,1´-binaphthyl-5,5´-disulfonic acid with T7 RNA polymerase. Biopolymers. 72 (4), 249-255 (2003).
  30. Vreuls, C., et al. Guanidinium chloride denaturation of the dimeric Bacillus licheniformis BlaI repressor highlights an independent domain unfolding pathway. The Biochemical Journal. 384, 179-190 (2004).
  31. Möller, M., Denicola, A. Study of protein-ligand binding by fluorescence. Biochemistry and Molecular Biology Education. 30 (5), 309-312 (2002).
  32. Chang, L., Wen, E., Hung, J., Chang, C. Energy transfer from tryptophan residues of proteins to 8-anilinonaphthalene-1-sulfonate. Journal of Protein Chemistry. 13 (7), 635-640 (1994).
  33. Togashi, D. M., Ryder, A. G. A fluorescence analysis of ANS bound to bovine serum albumin: Binding properties revisited by using energy transfer. Journal of Fluorescence. 18 (2), 519-526 (2008).
  34. Dela Cruz-Torres, V., Cataño, Y., Olivo-Rodríguez, M., Sampedro, J. G. ANS interacts with the Ca2+-ATPase nucleotide binding site. Journal of Fluorescence. 30 (3), 483-496 (2020).
  35. Gasymov, O. K., Glasgow, B. J. ANS fluorescence: Potential to augment the identification of the external binding sites of proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Proteins and Proteomics. 1774 (3), 403-411 (2007).
  36. Matulis, D., Lovrien, R. 1-anilino-8-naphthalene sulfonate anion-protein binding depends primarily on ion pair formation. Biophysical Journal. 74 (1), 422-429 (1998).
  37. Samukange, V., Yasukawa, K., Inouye, K. Interaction of 8-anilinonaphthalene 1-sulphonate (ANS) and human matrix metalloproteinase 7 (MMP-7) as examined by MMP-7 activity and ANS fluorescence. Journal of Biochemistry. 151 (5), 533-540 (2012).
  38. Qin, J., et al. Selective and sensitive homogenous assay of serum albumin with 1-anilinonaphthalene-8-sulphonate as a biosensor. Analytica Chimica Acta. 829, 60-67 (2014).
  39. Malik, A., Kundu, J., Karmakar, S., Lai, S., Chowdhury, P. K. Interaction of ANS with human serum albumin under confinement: Important insights and relevance. Journal of Luminescence. 167, 316-326 (2015).
  40. Páez-Pérez, E. D., De La Cruz-Torres, V., Sampedro, J. G. Nucleotide binding in an engineered recombinant Ca2+-ATPase N-domain. Biochimie. 55 (49), 6751-6765 (2016).
  41. Sampedro, J. G., Nájera, H., Uribe-Carvajal, S., Ruiz-Granados, Y. G. Mapping the ATP binding site in the plasma membrane H+-ATPase from Kluyveromyces lactis. Journal of fluorescence. 24 (6), 1849-1859 (2014).
  42. Abu-Abed, M., Millet, O., MacLennan, D. H., Ikura, M. Probing nucleotide-binding effects on backbone dynamics and folding of the nucleotide-binding domain of the sarcoplasmic/endoplasmic-reticulum Ca2+-ATPase. The Biochemical Journal. 379, 235-242 (2004).
  43. Abu-Abed, M., Mal, T. K., Kainosho, M., MacLennan, D. H., Ikura, M. Characterization of the ATP-binding domain of the sarco(endo)plasmic reticulum Ca2+-ATPase: probing nucleotide binding by multidimensional NMR. Biochimie. 41 (4), 1156-1164 (2002).
  44. Sazinsky, M. H., Mandal, A. K., Argüello, J. M., Rosenzweig, A. C. Structure of the ATP binding domain from the Archaeoglobus fulgidus Cu+-ATPase. Journal of Biological Chemistry. 281 (16), 11161-11166 (2006).
  45. Liu, L., et al. Crystallization and preliminary X-ray studies of the N-domain of the Wilson disease associated protein. Acta Crystallographica Section F: Structural Biology and Crystallization Communications. 65 (6), 621-624 (2009).
  46. Banci, L., et al. The binding mode of ATP revealed by the solution structure of the N-domain of human ATP7A. Journal of Biological Chemistry. 285 (4), 2537-2544 (2010).
  47. Spande, T. F., Witkop, B. Determination of the tryptophan content of proteins with N-bromosuccinimide. Methods in Enzymology. 11, 498-506 (1967).
  48. Spande, T. F., Green, N. M., Witkop, B. The Reactivity toward N-bromosuccinimide of tryptophan in enzymes, zymogens, and inhibited enzymes. Biochimie. 5 (6), 1926-1933 (1966).
  49. Rawat, U. B., Rao, M. B. Purification, kinetic characterization and involvement of tryptophan residue at the NADPH binding site of xylose reductase from Neurospora crassa. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Protein Structure and Molecular Enzymology. 1293 (2), 222-230 (1996).
  50. Zaki, M. J., Bystroff, C. . Protein Structure Prediction. , (2008).
  51. Wang, Z., et al. Comprehensive evaluation of ten docking programs on a diverse set of protein-ligand complexes: The prediction accuracy of sampling power and scoring power. Physical Chemistry Chemical Physics. 18 (18), 12964-12975 (2016).
  52. Pagadala, N. S., Syed, K., Tuszynski, J. Software for molecular docking: A review. Biophysical Reviews. , 91-102 (2017).
  53. Dolatkhah, Z., Javanshir, S., Sadr, A. S., Hosseini, J., Sardari, S. Synthesis, Molecular Docking, Molecular Dynamics Studies, and Biological Evaluation of 4 H -Chromone-1,2,3,4-tetrahydropyrimidine-5-carboxylate Derivatives as Potential Antileukemic Agents. Journal of Chemical Information and Modeling. 57 (6), 1246-1257 (2017).
  54. Forli, S., et al. Computational protein-ligand docking and virtual drug screening with the AutoDock suite. Nature Protocols. 11 (5), 905-919 (2016).
  55. Lindahl, E. R. Molecular dynamics simulations. Molecular Modeling of Proteins. Methods in Molecular Biology. 443, 3-23 (2008).
  56. Turk, T., Maček, P., Gubenšek, F. The role of tryptophan in structural and functional properties of equinatoxin II. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)/Protein Structure and Molecular. 1119 (1), 1-4 (1992).
  57. Peterman, B. F., Laidler, K. J. Study of reactivity of tryptophan residues in serum albumins and lysozyme by N-bromosuccinamide fluorescence quenching. Archives of Biochemistry and Biophysics. 199 (1), 158-164 (1980).
  58. Divita, G., Goody, R. S., Gautheron, D. C., Di Pietro, A. Structural mapping of catalytic site with respect to α-subunit and noncatalytic site in yeast mitochondrial F1-ATPase using fluorescence resonance energy transfer. Journal of Biological Chemistry. 268 (18), 13178-13186 (1993).
  59. Horrocks, W. D., Holmquist, B., Vallee, B. L. Energy transfer between terbium (III) and cobalt (II) in thermolysin: a new class of metal-metal distance probes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 72 (12), 4764-4768 (1975).
  60. Chakraborty, J., Das, N., Halder, U. C. Unfolding diminishes fluorescence resonance energy transfer (FRET) of lysine modified β-lactoglobulin: Relevance towards anti-HIV binding. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 102 (1), 1-10 (2011).
  61. Sirangelo, I., Malmo, C., Casillo, M., Irace, G. Resolution of Tryptophan-ANS Fluorescence Energy Transfer in Apomyoglobin by Site-directed Mutagenesis. Photochemistry and Photobiology. 76 (4), 381-384 (2007).
  62. Ribeiro, A. J. M., Tyzack, J. D., Borkakoti, N., Holliday, G. L., Thornton, J. M. A global analysis of function and conservation of catalytic residues in enzymes. Journal of Biological Chemistry. 295 (2), 314-324 (2020).
  63. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Exposure of tryptophanyl residues in proteins. Quantitative determination by fluorescence quenching studies. Biochimie. 15 (3), 672-680 (1976).
  64. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Fluorescence quenching of indole and model micelle systems. The Journal of Physical Chemistry. 80 (5), 486-493 (1976).
  65. Kinsley, N., Sayed, Y., Mosebi, S., Armstrong, R. N., Dirr, H. W. Characterization of the binding of 8-anilinonaphthalene sulfonate to rat class Mu GST M1-1. Biophysical Chemistry. 137 (2-3), 100-104 (2008).
  66. Mohsenifar, A., et al. A study of the oxidation-induced conformational and functional changes in neuroserpin. Iranian Biomedical Journal. 11 (1), 41-46 (2007).
  67. Gonzalez, W. G., Miksovska, J. Application of ANS fluorescent probes to identify hydrophobic sites on the surface of DREAM. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Proteins and Proteomics. 1844 (9), 1472-1480 (2014).
  68. Eftink, M. R., Ghiron, C. A. Fluorescence quenching studies with proteins. Analytical Biochemistry. 114 (2), 199-227 (1981).
  69. Poulos, T. L., Price, P. A. The identification of a tryptophan residue essential to the catalytic activity of bovine pancreatic deoxyribonuclease. The Journal of biological chemistry. 246 (12), 4041-4045 (1971).
  70. Hu, J. -. J., He, P. -. Y., Li, Y. -. M. Chemical modifications of tryptophan residues in peptides and proteins. Journal of Peptide Science An Official Publication of the European Peptide Society. 27 (1), 3286 (2021).

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Keywords: TryptophanANSFRETCa2+-ATPaseN-domainChemical ModificationMolecular ModelingMolecular DockingMolecular DynamicsProtein PurificationSDS-PAGE
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Citer Cet Article
Sampedro, J. G., Cataño, Y. Chemical Modification of the Tryptophan Residue in a Recombinant Ca2+-ATPase N-domain for Studying Tryptophan-ANS FRET. J. Vis. Exp. (176), e62770, doi:10.3791/62770 (2021).
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