Sterile Perikarditis bei Aachener Minipigs als Modell für Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern
Summary
Wir beschreiben ein steriles Perikarditis-Modell bei Minischweinen, um Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern (AF) zu untersuchen. Wir präsentieren chirurgische und anästhetische Techniken, Strategien für den Gefäßzugang und ein Protokoll zur Untersuchung der Induktibilität von Vorhofflimmern.
Abstract
Vorhofflimmern (AF) ist die häufigste Arrhythmie, die durch strukturelle Umgestaltung der Vorhöfe, auch Vorhofmyopathie genannt, verursacht wird. Aktuelle Therapien zielen nur auf die elektrischen Anomalien und nicht auf die zugrunde liegende Vorhofmyopathie ab. Für die Entwicklung neuartiger Therapien ist ein reproduzierbares Großtiermodell der Vorhofmyopathie notwendig. Dieses Papier präsentiert ein Modell der sterilen perikarditis-induzierten atrialen Myopathie bei Aachener-Minischweinen. Sterile Perikarditis wurde durch Sprühen von sterilem Talkum und Hinterlassen einer Schicht steriler Gaze über der vorhofepikardialen Oberfläche induziert. Dies führte zu Entzündungen und Fibrose, zwei entscheidenden Komponenten der Pathophysiologie der Vorhofmyopathie, wodurch die Vorhöfe anfällig für die Induktion von Vorhofflimmern wurden. Zwei Herzschrittmacherelektroden wurden epikardial auf jedem Vorhof positioniert und mit zwei Herzschrittmachern verschiedener Hersteller verbunden. Diese Strategie ermöglichte eine wiederholte nicht-invasive atriale programmierte Stimulation, um die Induzierbarkeit von Vorhofflimmern zu bestimmten Zeitpunkten nach der Operation zu bestimmen. Verschiedene Protokolle zum Testen der AF-Induzierbarkeit wurden verwendet. Die Vorteile dieses Modells sind seine klinische Relevanz mit AF-Induktibilität und der schnellen Induktion von Entzündungen und Fibrosen – beide bei Vorhofmyopathie vorhanden – und seine Reproduzierbarkeit. Das Modell wird bei der Entwicklung neuartiger Therapien gegen Vorhofmyopathie und Vorhofflimmern nützlich sein.
Introduction
Vorhofflimmern (AF) ist die häufigste Herzrhythmusstörung, die zu erheblichen Morbiditäts-, Mortalitäts- und Gesundheitskosten führt1. In vielen Fällen ist AF lediglich das elektrische Symptom der zugrunde liegenden Vorhofmyopathie, die durch strukturelle, elektrische, autonome und kontraktile Umgestaltung der Vorhöfe definiert wird. Diese Vorhofmyopathie kann zu Vorhofflimmern und Schlaganfall 2,3 führen. Die meisten Therapien zielen nur auf den elektrischen Umbau ab, aber nicht auf die zugrunde liegenden strukturellen Veränderungen in den Vorhöfen (Entzündung und Fibrose)4,5,6,7. Dies ist wahrscheinlich einer der Gründe, warum aktuelle Therapien nur marginal wirksam sind, insbesondere bei fortgeschrittener Vorhofmyopathie8.
Ein reproduzierbares Tiermodell ist entscheidend, um die Entzündung und Fibrose bei der Vorhofmyopathie zu bekämpfen. Atriale Tachypacing-Modelle wurden in mehreren großen Tierarten 9,10,11,12 entwickelt. In diesen Modellen wird das Vorhofgewebe über lange Zeiträume kontinuierlich gesteuert, um elektrische und schließlich strukturelle Veränderungen zu induzieren. Die Hauptnachteile von Tachypacing-Modellen sind die lange Dauer, bevor strukturelle Anzeichen einer atrialen Myopathie auftreten und ihre Relevanz nur für klinische Syndrome, bei denen sich elektrische Anomalien vor der Vorhofmyopathie entwickeln. Ein theoretisches Risiko ist das Pacing-Lead-Versagen aufgrund von Fibrose während der langen Nachbeobachtung9.
In Modellen steriler Perikarditis wird steriles Talkum über die epikardiale Oberfläche der Vorhöfe gesprüht, um eine akute entzündliche und fibrotische Reaktion auszulösen, die zu einer Vorhofmyopathie führt13,14. Schweine haben eine Herzanatomie und -physiologie, die der des Menschen ähnlich ist, und daher haben Schweinemodelle eine hohe translationale Relevanz. Die Vorteile der Verwendung von Minipigs bestehen darin, dass sie aufgrund ihrer geringeren Größe einfacher zu handhaben sind als herkömmliche Schweinestämme und über einen langen Zeitraum ohne signifikante Erhöhung des Körpergewichts gehalten werdenkönnen 10. All diese Gründe machen die sterile Perikarditis bei Minischweinen zu einem ausgezeichneten Modell für die Untersuchung von Vorhofmyopathie und Fibrillation. Dieses Protokoll und Video zielen darauf ab, die Einrichtung dieses Modells in verschiedenen Forschungseinrichtungen zu erleichtern und Protokolle zu standardisieren, um die Induktibilität von AF zu untersuchen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ein zuverlässiges Großtiermodell ist ein wichtiger Vorteil für die Erforschung der atrialen Myopathie und des Vorhofflimmerns und die Entwicklung neuartiger Therapien für Vorhofflimmern. Die Implantation von Herzschrittmacherleitungen auf dem Vorhofepikard ermöglichte eine Längsverfolgung und wiederholte elektrophysiologische Tests, was bei Kleintieren schwierig ist. Minipigs sind einfach zu handhaben, und ihre Herzen sind strukturell und physiologisch dem menschlichen Herzenähnlich 10.
…Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Arbeit wurde durch ein Forschungsstipendium des Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) und ein Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) Stipendium (PID36444) der Universität Antwerpen unterstützt; durch ein Senior Clinical Investigator Fellowship (an VFS) und Forschungsstipendien des Fonds für wissenschaftliche Forschung Flandern (Antragsnummern 1842219N, G021019N, G0D0520N und G021420N); durch ein Forschungsstipendium von ERA.Net RUS Plus (2018, Project Consortium 278); durch ein Stipendium des Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Wir danken den Firmen Abbott und Boston Scientific für das Sponsoring eines großen Teils der Schrittmacherleitungen und den Firmen Medtronic und Biotronik für die Ausleihe eines Schrittmacherprogrammierers. Wir danken den Tiermitarbeitern der Tiereinrichtung der Universität Antwerpen für ihre hervorragende Betreuung der Tiere.
Materials
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
References
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
- Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J. Atrial myopathy. JACC: Basic to Translational Science. 4 (5), 640-654 (2019).
- Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
- Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
- Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528 (2020).
- Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
- Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), 235-253 (2014).
- Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
- Schuttler, D., et al. Animal models of atrial fibrillation. Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).
- Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
- Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
- Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
- Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), 59-63 (2016).
- BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021)
- Swindle, M. M., Smith, A. C. . Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. , (2016).
- Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021)
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652 (2011).
