زرع الكبد الخنزير بدون المجازة الوريدية الوريدية كنموذج متبرع بمعايير موسعة
Summary
في هذا البروتوكول ، يتم وصف نموذج لزرع الكبد التقويمي الخنازير بعد التخزين البارد الثابت للأعضاء المانحة لمدة 20 ساعة دون استخدام مجازة وريدية وريدية أثناء التطعيم. يستخدم هذا النهج تقنية جراحية مبسطة مع تقليل المرحلة الكبدية وإدارة متطورة للحجم وضغط الأوعية.
Abstract
تعتبر زراعة الكبد المعيار الذهبي لعلاج مجموعة متنوعة من أمراض الكبد القاتلة. ومع ذلك ، فإن القضايا التي لم يتم حلها مثل فشل الكسب غير المشروع المزمن ، والنقص المستمر في المتبرعين بالأعضاء ، وزيادة استخدام الطعوم الهامشية تتطلب تحسين المفاهيم الحالية ، مثل تنفيذ تروية آلة الأعضاء. من أجل تقييم طرق جديدة لتجديد الكسب غير المشروع وتعديله ، هناك حاجة إلى نماذج متعدية. فيما يتعلق بأوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية مع البشر والتقدم الأخير في مجال زراعة الأعضاء الأجانب ، أصبحت الخنازير الأنواع الحيوانية الكبيرة الرئيسية المستخدمة في نماذج الزرع. بعد التقديم الأولي لنموذج زرع الكبد التقويمي الخنازير بواسطة Garnier et al. في عام 1965 ، تم نشر العديد من التعديلات على مدار ال 60 عاما الماضية.
نظرا للسمات التشريحية المحددة ، يعتبر المجازة الوريدية الوريدية خلال المرحلة الكبدية ضرورة لتقليل احتقان الأمعاء ونقص التروية مما يؤدي إلى عدم استقرار الدورة الدموية والوفيات المحيطة بالجراحة. ومع ذلك ، فإن تنفيذ الالتفافية يزيد من التعقيد التقني واللوجستي للإجراء. علاوة على ذلك ، تم الإبلاغ سابقا عن المضاعفات المرتبطة بها مثل انسداد الهواء والنزيف والحاجة إلى استئصال الطحال في وقت واحد.
في هذا البروتوكول ، نصف نموذجا لزراعة الكبد التقويمي الخنازير دون استخدام المجازة الوريدية. يوضح تطعيم أكباد المتبرع بعد التخزين البارد الثابت لمدة 20 ساعة – محاكاة المعايير الموسعة لظروف المتبرع – أنه يمكن تنفيذ هذا النهج المبسط دون تغييرات كبيرة في الدورة الدموية أو الوفيات أثناء العملية ومع امتصاص منتظم لوظائف الكبد (على النحو المحدد من خلال إنتاج الصفراء واستقلاب CYP1A2 الخاص بالكبد). يتم ضمان نجاح هذا النهج من خلال تقنية جراحية محسنة وحجم تخدير متطور وإدارة الأوعية الدموية.
يجب أن يكون هذا النموذج ذا أهمية خاصة لمجموعات العمل التي تركز على الدورة التدريبية اللاحقة للجراحة مباشرة ، وإصابة نقص التروية ، والآليات المناعية المرتبطة بها ، وإعادة تكييف الأعضاء المانحة ذات المعايير الموسعة.
Introduction
لا يزال زرع الكبد هو الفرصة الوحيدة للبقاء على قيد الحياة في مجموعة متنوعة من الأمراض المختلفة التي تؤدي إلى الفشل الكبدي الحاد أو المزمن. منذ أول تطبيق ناجح له في البشرية في عام 1963 من قبل Thomas E. Starzl ، تطور مفهوم زراعة الكبد إلى خيار علاج موثوق به يتم تطبيقه في جميع أنحاء العالم ، ويرجع ذلك أساسا إلى التقدم في فهم الجهاز المناعي ، وتطوير كبت المناعة الحديث ، وتحسين الرعاية المحيطة بالجراحة والتقنيات الجراحية 1,2 . ومع ذلك ، فقد أدى شيخوخة السكان وارتفاع الطلب على الأعضاء إلى نقص المتبرعين ، مع زيادة استخدام الطعوم الهامشية من المتبرعين ذوي المعايير الموسعة وظهور تحديات جديدة في العقود الماضية. يعتقد أن إدخال ونوية آلة الأعضاء وتنفيذها على نطاق واسع يفتح مجموعة من الاحتمالات فيما يتعلق بتجديد الكسب غير المشروع وتعديله والمساعدة في التخفيف من نقص الأعضاء وتقليل وفيات قائمة الانتظار3،4،5،6.
من أجل تقييم هذه المفاهيم وآثارها في الجسم الحي ، تعد نماذج الزرع الانتقالية ضرورية7. في عام 1983 ، قدم Kamada et al. نموذجا فعالا لزراعة الكبد في الفئران والذي تم تعديله وتطبيقه على نطاق واسع من قبل مجموعات العمل في جميع أنحاء العالم8،9،10،11. يعد نموذج زراعة الكبد التقويمي في الفئران أكثر تطلبا من الناحية الفنية ، ولكنه أيضا أكثر قيمة من حيث قابلية النقل المناعي ، وقد تم الإبلاغ عنه لأول مرة في عام 1991 بواسطة Qian et al.12. على الرغم من المزايا المتعلقة بالتوافر ورعاية الحيوان والتكاليف ، فإن نماذج القوارض محدودة في قابليتها للتطبيق في البيئات السريرية7. وبالتالي ، هناك حاجة إلى نماذج حيوانية كبيرة.
في السنوات الأخيرة ، أصبحت الخنازير الأنواع الحيوانية الرئيسية المستخدمة في البحوث الانتقالية بسبب أوجه التشابه التشريحية والفسيولوجية مع البشر. علاوة على ذلك ، قد يؤدي التقدم الحالي في مجال زراعة الأعضاء الأجانب إلى زيادة أهمية الخنازير ككائنات بحثية13,14.
وصف Garnier et al. نموذج زرع الكبد في الخنازير في وقت مبكر من عام 196515. أبلغ العديد من المؤلفين ، بما في ذلك Calne et al. في عام 1967 و Chalstrey et al. في عام 1971 ، عن تعديلات لاحقة ، مما أدى في النهاية إلى مفهوم آمن وممكن لزراعة كبد الخنازير التجريبية في العقود التالية16،17،18،19،20،21.
في الآونة الأخيرة ، قدمت مجموعات عمل مختلفة بيانات فيما يتعلق بالقضايا الحالية في زراعة الكبد باستخدام تقنية زرع الكبد التقويمي الخنازير ، بما في ذلك دائما تقريبا الوريد الوريدي النشط أو السلبي ، أي بورتو كافال ، تجاوز19،22. والسبب في ذلك هو عدم تحمل الأنواع لقط الوريد الأجوف السفلي والوريد البابي خلال المرحلة الكبدية بسبب الأمعاء الأكبر نسبيا وعدد أقل من تحويلات بورتو كافال أو كافو كافال (على سبيل المثال ، عدم وجود الوريد azygos) ، مما يؤدي إلى زيادة المراضة والوفيات المحيطة بالجراحة23. تقنيات زرع الوريد الأجوف السفلي المطبقة على المتلقين من البشر كبديل غير مجدية لأن الوريد الأجوف السفلي للخنزير مغطى بأنسجة كبدية23.
ومع ذلك ، فإن استخدام المجازة الوريدية يزيد من التعقيد التقني واللوجستي في إجراء جراحي متطلب بالفعل ، وبالتالي قد يمنع مجموعات العمل من محاولة تنفيذ النموذج تماما. بصرف النظر عن التأثيرات الفسيولوجية والمناعية المباشرة للممر الجانبي ، أشار بعض المؤلفين إلى المراضة الكبيرة مثل فقدان الدم أو انسداد الهواء أثناء وضع التحويلة والحاجة إلى استئصال الطحال المتزامن ، مما قد يؤثر على النتائج قصيرة وطويلة الأجل بعد engraftment24,25.
يصف البروتوكول التالي تقنية بسيطة لزراعة الكبد التقويمي للخنازير بعد التخزين البارد الثابت لأعضاء المتبرع لمدة 20 ساعة ، والتي تمثل معايير ممتدة لظروف المتبرع دون استخدام المجازة الوريدية الوريدية أثناء التطعيم ، بما في ذلك شراء الكبد من المتبرع ، وإعداد الطاولة الخلفية ، واستئصال الكبد المتلقي ، وإدارة التخدير قبل وأثناء العملية.
يجب أن يكون هذا النموذج ذا أهمية خاصة لمجموعات العمل الجراحية التي تركز على الدورة التالية للجراحة مباشرة ، وإصابة نقص التروية ، وإعادة تكييف الأعضاء المانحة ذات المعايير الموسعة ، والآليات المناعية المرتبطة بها.
Protocol
Representative Results
Discussion
التطورات التقنية الحديثة مثل إدخال التروية الآلية لديها القدرة على إحداث ثورة في مجال زراعة الكبد. من أجل ترجمة مفاهيم تجديد الكسب غير المشروع أو تعديله إلى إعدادات سريرية ، فإن نماذج الزرع القابلة للتكرار في الحيوانات الكبيرة أمر لا مفر منه.
بعد الإدخال الأولي لزراعة الكب…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
يشكر المؤلفون بريتا تراوتويج وكورينا لوبيرت وأستريد دينكل وإنغريد ميدر على اجتهادهم والتزامهم. علاوة على ذلك ، يشكر المؤلفون توم فيجيل على إنتاج مادة الصورة.
Materials
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 – 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
References
- Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
- Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
- Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
- Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
- Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -. M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
- Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
- Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
- Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
- Chen, X. -. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
- Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
- Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
- Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
- Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l’Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
- Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
- Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
- Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
- Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
- Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
- Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
- Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
- Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
- Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
- Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
- Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
- Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
- Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
- Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs — Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
- Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
- Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes’ normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
- Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
- Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
- Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).
