Her beskriver vi en simpel protokol til isolering og farvning af murinknoglemarvsceller til fænotype hæmopoietiske stam- og stamceller sammen med de understøttende nicheendotel- og mesenkymale stamceller. En metode til at berige celler placeret i endosteale og centrale knoglemarvsområder er også inkluderet.
Knoglemarven (BM) er det bløde væv, der findes i knogler, hvor hæmatopoiesis, den proces, hvorved nye blodlegemer genereres, primært forekommer. Som sådan indeholder den hæmatopoietiske stam- og stamceller (HSPC’er) samt understøtter stromale celler, der bidrager til vedligeholdelse og regulering af HSPC’er. Hæmatologiske og andre BM-lidelser forstyrrer hæmatopoiesis ved at påvirke hæmatopoietiske celler direkte og / eller gennem ændring af BM-nichen. Her beskriver vi en metode til at studere hæmatopoiesis i sundhed og malignitet gennem fænotypisk analyse af murine BM HSPC’er og stromale nichepopulationer ved flowcytometri. Vores metode beskriver de nødvendige trin til at berige BM-celler i endosteale og centrale BM-fraktioner samt de passende gating-strategier til at identificere de to nøglenichecelletyper, der er involveret i HSPC-regulering, endotelceller og mesenkymale stamceller. Den fænotypiske analyse, der foreslås her, kan kombineres med musemutanter, sygdomsmodeller og funktionelle assays for at karakterisere HSPC-rummet og dets niche.
Flowcytometri er en uvurderlig metode til at karakterisere og prospektivt isolere immun- og hæmatopoietiske celler. Det bruges også i stigende grad til at analysere stromale og epitelpopulationer af forskellige væv. Den hæmatopoietiske stamcelle (HSC) har unikke egenskaber ved selvfornyelse og multipotens. Hos voksne pattedyr befinder HSC’er sig primært i knoglemarven (BM), hvor de modtager hvile- og overlevelsessignaler fra det omgivende mikromiljø eller niche1. HSC’er defineres formelt i henhold til funktionelle assays2. Ikke desto mindre har flere skelsættende papirer vist nytten af flowcytometri til at identificere HSC’er. Gennem brug af begrænsede celleoverflademarkører er det muligt at skelne hæmatopoietiske populationer, der er højt beriget i HSC’er3. Flowcytometri er derfor en central metode i stamcellefeltet. Det er blevet brugt i vid udstrækning til at evaluere virkningen af formodede nichecelletyper og nichefaktorer på HSC’er. Ved at kombinere flowcytometri med billeddannelse og funktionelle assays har det vist sig, at HSC’er understøttes kritisk af perivaskulære mesenkymale stamceller (MSC’er) og endotelceller (EC’er). BM MSC’er er en heterogen gruppe og har forskellige cytokinbidrag4, men det er veletableret, at leptinreceptor (LepR) + MSC’er er nøglenicheceller1. BM EC’er er også meget heterogene og kan være en del af sinusoider, arterioler og type H / overgangsbeholdere5. Forskellige undersøgelser har vist disse forskellige EC’ers nuancerede bidrag. For eksempel er endosteale sinusformede EC’er rumligt tættere på hvilende HSC’er6, mens ikke-vandrende HSC’er med lavere niveauer af reaktive iltarter er placeret nær arteriolære EC’er7. Den endosteale versus centrale placering af nicher er også meget vigtig. Endosteal type H-kar er forbundet med perivaskulære stromale celler, der går tabt med aldring, hvilket fører til tab af HSC’er8. Ved akut myeloid leukæmi udvides centrale EC’er, mens endosteale kar og endosteale HSC’er går tabt9.
De fleste undersøgelser på området har fokuseret på selve hæmatopoiesen og på cellens ydre regulering af HSC’er. Det er imidlertid i stigende grad blevet anerkendt, at der er behov for bedre at karakterisere de nicher, der regulerer andre forfædre, nemlig multipotente forfædre (MPP’er), især i betragtning af at de er de vigtigste drivkræfter for hæmatopoiesis i steady state10. I modsætning til en fast hierarkisk struktur har nylige undersøgelser vist, at hæmatopoiesis er et kontinuum, hvor HSC’er differentierer sig til forudindtagede MPP’er på et tidligt stadium11. MPP’er er blevet opkaldt efter forskellige klassificeringsordninger12, men et nyligt konsensuspapir fra International Society for Experimental Hematology (ISEH) foreslog, at MPP’er skulle diskrimineres som tidlige MPP’er og i henhold til deres lymfoide (MPP-Ly), megakaryocytiske og erythroid (MPP-Mk / E) og myeloide (MPP-G / M) bias13. Brugen af flowcytometri vil være afgørende for yderligere at studere betydningen af BM-nicher i reguleringen af disse populationer. Nuværende flowcytometrimetoder bruger variable gating-strategier til at differentiere HSPC’er og identificere stromale celler, nemlig EC’er, ved hjælp af inkonsekvente markører. Målet med den nuværende metode er at præsentere en enkel og reproducerbar arbejdsgang for BM-farvning for at identificere HSPC-subpopulationer, heterogene grupper af EC’er og LepR + MSC’er. Vi mener, at denne teknik, selvom den er sammenlignelig med tidligere rapporterede metoder (se for eksempel reference 14), giver en opdateret og let at implementere protokol til fænotypisk analyse af hæmatopoietiske celler i de to funktionelle marvområder, endosteal og central BM 8,15 samt BM stromale nicheceller.
Mens den beskrevne protokol er enkel og nem at udføre, bør der lægges særlig vægt på specifikke trin. For eksempel, når der opnås skyllet BM (trin 5.2), bør volumen eller antal gange, der er angivet for at passere PBS 2% FBS gennem indersiden af den centrale del af knoglen, ikke overskrides, da dette kan resultere i signifikant kontaminering af den skyllede prøve med endosteale cellepopulationer.
Ændringer i protokollen kan foretages for at lette dens udførelse af efterforskeren. V…
The authors have nothing to disclose.
LM blev støttet af et tilskud fra Lady Tata Memorial Trust. JR blev støttet af et ph.d.-stipendium fra Fundação para a Ciência e Tecnologia (FCT; FCT-stipendium UI/BD/150833/2021). ML blev støttet af et ph.d.-stipendium fra FCT (FCT fellowship 2021.04773.BD). DD blev støttet af tilskud fra American Society of Hematology, Pablove Foundation, FCT (EXPL/MED-ONC/0522/2021) og Portuguese Society of Hematology. Vi takker støtten fra Dr. Catarina Meireles og Emilia Cardoso fra Tracy-anlægget på i3s.
Alexa Fluor 647 anti-mouse CD54/ICAM-1 antibody | BioLegend | 116114 | |
APC Streptavidin | BioLegend | 405207 | |
APC/Cyanine7 anti-mouse CD117 (c-kit) antibody | BioLegend | 105826 | |
APC/Cyanine7 anti-mouse CD45 antibody | BioLegend | 103116 | |
APC/Cyanine7 anti-mouse TER-119/erythroid cells antibody | BioLegend | 116223 | |
Biotin anti-mouse CD3ε antibody | BioLegend | 100304 | |
Biotin anti-mouse CD4 antibody | BioLegend | 100404 | |
Biotin anti-mouse CD8a antibody | BioLegend | 100704 | |
Biotin anti-mouse Ly-6G/Ly-6C (Gr-1) antibody | BioLegend | 108404 | |
Biotin anti-mouse TER-119/erythroid cells antibody | BioLegend | 116204 | |
Biotin anti-mouse/human CD11b antibody | BioLegend | 101204 | |
Biotin anti-mouse/human CD45R/B220 antibody | BioLegend | 103204 | |
Brilliant Violet 510 anti-mouse CD150 (SLAM) antibody | BioLegend | 115929 | |
Calibrite 2 Color Beads | BD Biosciences | 349502 | |
Collagenase IV | Merck Life Science | C1889 | |
Dispase II | Merck Life Science | D4693 | |
Fetal Bovine Serum, qualified, heat inactivated, E.U.-approved, South America Origin | ThermoFisher Scientific | 10500064 | |
Hanks' Balanced Salt Solution (HBSS) | ThermoFisher Scientific | 14175095 | |
Mouse Leptin R Biotinylated Antibody | R&D systems | BAF497 | |
NucBlue Fixed Cell Reagent (DAPI) | ThermoFisher Scientific | R37606 | DAPI reagent |
PE anti-mouse endomucin antibody | ThermoFisher Scientific | 12-5851-82 | |
PE anti-mouse Flk2 (CD135) | ThermoFisher Scientific | 12-1351-82 | |
PE/Cyanine7 anti-mouse CD31 antibody | BioLegend | 102524 | |
PE/Cyanine7 anti-mouse CD48 antibody | BioLegend | 103424 | |
PerCP anti-mouse Ly-6A/E (Sca-1) antibody | BioLegend | 108122 | |
Phosphate-buffered saline (PBS) tablets | Merck Life Science | P4417 | |
Purified anti-mouse CD16/32 antibody | BioLegend | 101302 | |
RBC lysis buffer 10x | BioLegend | 420302 | |
Zombie Violet Fixable Viability Dye | BioLegend | 423114 | fluorescent dye |