Un protocole de transplantation cardiaque hétérotopique murin modifié correspondant aux normes contemporaines de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie
Summary
Le présent article décrit une technique modifiée pour la transplantation cardiaque vascularisée hétérotopique avec une technique aseptique mise à jour, une analgésie et une anesthésie.
Abstract
Le développement de modèles expérimentaux de transplantation cardiaque chez l’animal a contribué à de nombreuses avancées dans les domaines de l’immunologie et de la transplantation d’organes pleins. Alors que le modèle de transplantation cardiaque murine vascularisée hétérotopique a été initialement utilisé dans des études sur le rejet de greffon utilisant des combinaisons de souches de souris consanguines non appariées, l’accès aux souches génétiquement modifiées et aux modalités thérapeutiques peut fournir de nouvelles informations précliniques puissantes. Fondamentalement, la méthodologie chirurgicale de cette technique n’a pas changé depuis son développement, en particulier en ce qui concerne des facteurs importants tels que la technique aseptique, l’anesthésie et l’analgésie, qui ont des impacts matériels sur la morbidité et la mortalité postopératoires. De plus, on s’attend à ce que les améliorations apportées à la prise en charge périopératoire améliorent à la fois le bien-être animal et les résultats expérimentaux. Cet article rend compte d’un protocole élaboré en collaboration avec un expert en anesthésie vétérinaire et décrit la technique chirurgicale en mettant l’accent sur la gestion périopératoire. De plus, nous discutons des implications de ces améliorations et fournissons des détails sur le dépannage des étapes chirurgicales critiques pour cette procédure.
Introduction
Nous devons une grande partie de notre compréhension de l’immunologie et de la transplantation à la recherche basée sur des modèles expérimentaux de transplantation d’organes solides utilisant des sujets animaux. Depuis la première description de la transplantation cardiaque vascularisée chez les mammifères1, de tels modèles ont contribué à la connaissance de domaines très variés, notamment l’application thérapeutique de l’hypothermie2, les avantages de l’utilisation de sutures spécialisées3 et les techniques d’homotransplantation pulmonaire et cardiaque totale4. Le développement de modèles de transplantation cardiaque chez le rat 5,6 a élargi le champ de l’expérimentation immunologique en raison de la disponibilité de différentes lignées de reproduction. La gamme considérablement plus large de souches de souris consanguines et mutantes disponibles a conduit Corry et al.7 à développer une technique de transplantation cardiaque hétérotopique murine en raison des avantages considérables que cette gamme apporte à la recherche sur la transplantation. Ce modèle a été largement utilisé et a contribué à une meilleure compréhension du rejet de greffe8 et de la thérapeutique9. Depuis sa première description, cependant, la technique est restée largement inchangée, à l’exception de quelques détails techniques mineurs tels que les ajustements de la position des sites anastomotiques10,11.
Depuis l’intégration de la technique de Corry et al.7 dans nos expériences, nous avons identifié des domaines prometteurs pour améliorer le protocole, à savoir ceux de la technique aseptique, de l’anesthésie et de l’analgésie. On s’attendait à ce que les améliorations dans ces domaines aient un impact positif sur les résultats expérimentaux et améliorent le bien-être des animaux. Cela a déjà été démontré lorsque la technique aseptique est utilisée dans les chirurgies de petits animaux, car elle aide à réduire les infections postopératoires12, ce qui a non seulement un impact sur la morbidité et la mortalité, mais peut également compromettre les expériences conçues pour évaluer la réponse immunitaire après une chirurgie de transplantation. Du point de vue de l’anesthésie et de l’analgésique, l’utilisation d’un régime raffiné permet de réduire le coût pour les animaux et d’équilibrer l’argument éthique de ce modèle chirurgical en atténuant la douleur et la souffrance des sujets expérimentaux. De plus, une anesthésie et une analgésie appropriées limitent la réponse au stress associée à la douleur, améliorant la qualité de la récupération postopératoire et, en fin de compte, augmentant le taux de réussite chirurgicale13.
Dans le but d’améliorer à la fois le bien-être animal et les résultats expérimentaux, un protocole a été élaboré avec des ajustements pour combler ces lacunes. Ce protocole a été adapté de celui décrit à l’origine par Corry et coll.7 avec la consultation d’un anesthésiste vétérinaire et en tenant dûment compte des effets et de la durée des effets des interventions pharmacologiques utilisées dans le régime anesthésique et analgésique. L’approche était basée sur les principes de l’anesthésie équilibrée et de l’analgésie multimodale pour assurer des soins périopératoires appropriés14. En plus de l’application de la technique aseptique, la buprénorphine opioïde et l’anesthésique local bupivacaïne ont été administrés de manière préventive. L’anesthésie générale a été réalisée à l’aide de l’agent anesthésique inhalé isoflurane.
Protocol
Representative Results
Discussion
Le modèle de transplantation cardiaque orthotopique murine est un modèle préclinique robuste utilisé principalement pour étudier les effets de l’incompatibilité du CMH sur le niveau et la nature du rejet immunologique et, plus récemment, l’effet de la transplantation sur la rétention de l’immunité résidente du tissu greffé16. Tout en suivant initialement de près le protocole Corry et al.7 , nous avons affiné le protocole pour incorporer les meilleures pra…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les auteurs tiennent à souligner les efforts remarquables du personnel de soins aux animaux de l’Université d’Australie occidentale et de l’Institut Harry Perkins de recherche médicale, dont le dévouement et l’expertise ont contribué à la faisabilité et au succès de ces chirurgies.
Materials
| 2030 Rycroft irrigating cannula 30 G | McFarlane | 56005HU | |
| Braided surgical silk 7-0 | |||
| Bulldog clamp curved – 35 mm | Roboz | RS-7441-5 | |
| Bupivacaine 0.25% | |||
| Buprenorphine | |||
| Castroviejo needle holder catch curved - 145 mm | Haag-Streit | 11.62.15 | |
| Chlorhexidine 5% solution | Ebos | JJ61371 | |
| Cotton-tipped applicator – 7.5 cm | Dove | SN109510 | |
| Ethanol 70% solution | Ebos | WH130192EE | |
| Gauze 5 x 5 cm white | Aero | AGS50 | |
| Gelfoam 80 mm x 125 mm | Pfizer | 7481D | |
| Hair clipper | Wahl | 9860L | |
| Heparin 1,000 IU in 1 mL | |||
| Iris SuperCut scissors straight – 11.5 cm | Inka Surgical | 11550.11 | |
| Isoflurane vaporiser | Darvall | 9176 | |
| Micro bulldog clamp – 3.7 cm | Greman | 14119-G | |
| Micro scissors curved 105 mm | |||
| Micropore plain paper surgical tape – 2.5 cm wide | Ebos | 7810L | |
| Microsurgical scissors – curved tip | |||
| Monofilament polyprolene suture – 5/0 | Surgipro | P-205-X | |
| Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g | Myweigh | Kit00053 | |
| Needle – 30 G x 0.5 inch | BD | BD304000 | |
| Needleholder 15 cm curved "super fine" | Surgical Specialists | ST-B-15-8.2 | |
| Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300 | |||
| Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD281R | |
| Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD280R | |
| Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm | 15400-12 | ||
| Spring scissors-Cvd Sm blades | 15001-08 | ||
| Stevens scissors blunt straight 110 mm | |||
| Surgical backboard | Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm | ||
| Surgical drapes | Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm | ||
| Surgical microscope | |||
| Syringe – 1 mL | BD | 592696 | |
| Syringe – 3 mL | Leica | M651 | |
| Toothed forceps | BD | 309657 | |
| University of Wisconsin Solution | |||
| Warming pad | Far infrared warming pad 20 x 25 cm | ||
| Westcott spring scissors | |||
| Yasargil clip applier bayonet | Aesculap | FE582K | |
| Yasargil titanium clip perm 6.6 mm | Aesculap | A19FT222T | |
| Mouse usage | |||
| Strain/SEX/Weight | Donor | Recipent | |
| BALB/c, female, 19-23 g | 7 | 21 | |
| C57BL/6, female, 17-20 g | 7 | 0 | |
| CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g | 5 | 0 |
References
- Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. Transplantation of the intact mammalian heart. Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).
- Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. Complete homologous heart transplantation. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).
- Downie, H. G. Homotransplantation of the dog heart. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).
- Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. Complete homotransplantation of canine heart and lungs. A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
- Joffre, O., et al. Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes. Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).
- Gregori, S., et al. Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance. The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
- Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).
- Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. ILAR Journal. , (2021).
- Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
- Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC Available from: https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes (2013)
- Prosser, A., et al. Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation. Cell Reports. 35 (7), 109141 (2021).
