Ein modifiziertes heterotopes Herztransplantationsprotokoll der Maus, das den heutigen Standards der aseptischen Technik, Anästhesie und Analgesie entspricht
Summary
Die vorliegende Arbeit beschreibt eine modifizierte Technik für die heterotope vaskularisierte Herztransplantation mit aktualisierter aseptischer Technik, Analgesie und Anästhesie.
Abstract
Die Entwicklung experimenteller Modelle für die Herztransplantation bei Tieren hat zu vielen Fortschritten auf dem Gebiet der Immunologie und der Transplantation solider Organe beigetragen. Während das heterotope vaskularisierte Maus-Herztransplantationsmodell ursprünglich in Studien zur Transplantatabstoßung mit Kombinationen von nicht übereinstimmenden Inzucht-Mausstämmen verwendet wurde, kann der Zugang zu genetisch veränderten Stämmen und therapeutischen Modalitäten wichtige neue präklinische Erkenntnisse liefern. Grundsätzlich hat sich die chirurgische Methodik für diese Technik seit ihrer Entwicklung nicht geändert, insbesondere im Hinblick auf wichtige Faktoren wie aseptische Technik, Anästhesie und Analgesie, die wesentliche Auswirkungen auf die postoperative Morbidität und Mortalität haben. Darüber hinaus wird erwartet, dass Verbesserungen im perioperativen Management sowohl das Tierwohl als auch die Versuchsergebnisse verbessern werden. Dieser Artikel berichtet über ein Protokoll, das in Zusammenarbeit mit einem Fachexperten für Veterinäranästhesie entwickelt wurde, und beschreibt die Operationstechnik mit Schwerpunkt auf perioperativem Management. Darüber hinaus diskutieren wir die Auswirkungen dieser Verfeinerungen und geben Details zur Fehlerbehebung bei kritischen chirurgischen Schritten für dieses Verfahren.
Introduction
Wir verdanken einen großen Teil unseres Verständnisses von Immunologie und Transplantation der Forschung, die auf experimentellen Modellen der Transplantation solider Organe an tierischen Probanden basiert. Seit der Erstbeschreibung der vaskularisierten Herztransplantation bei Säugetieren1 haben solche Modelle zum Wissen in einer Vielzahl von Bereichen beigetragen, darunter die therapeutische Anwendung der Hypothermie2, die Vorteile der Verwendung spezialisierter Nähte3 und Techniken für die Homotransplantation von Lunge und Herz4. Die Entwicklung von kardialen Transplantationsmodellen bei Ratten 5,6 bot aufgrund der Verfügbarkeit verschiedener Zuchtlinien einen breiteren Spielraum für immunologische Experimente. Das wesentlich größere Spektrum an verfügbaren Inzucht- und mutierten Mausstämmen veranlasste Corry et al.7 dazu, eine Technik der heterotopen Herztransplantation von Mäusen zu entwickeln, da diese Bandbreite erhebliche Vorteile für die Transplantationsforschung mit sich bringt. Dieses Modell ist weit verbreitet und hat zu einem besseren Verständnis der Transplantatabstoßung8 und der Therapeutika9 beigetragen. Seit ihrer Erstbeschreibung ist die Technik jedoch weitgehend unverändert geblieben, abgesehen von einigen kleineren technischen Details, wie z. B. Anpassungen der Position der Anastomosenstellen10,11.
Seit der Integration der Technik von Corry et al.7 in unsere Experimente haben wir vielversprechende Bereiche für die Verbesserung des Protokolls identifiziert, nämlich die der aseptischen Technik, der Anästhesie und der Analgesie. Es wurde erwartet, dass sich Verbesserungen in diesen Bereichen positiv auf die Versuchsergebnisse auswirken und den Tierschutz verbessern würden. Dies wurde bereits bei der Anwendung der aseptischen Technik in Kleintieroperationen gezeigt, da sie zur Reduzierung postoperativer Infektionen beiträgt12, was sich nicht nur auf die Morbidität und Mortalität auswirkt, sondern auch Experimente zur Beurteilung der Immunantwort nach einer Transplantation beeinträchtigen kann. Aus Sicht der Anästhesie und Analgetika trägt die Verwendung eines verfeinerten Schemas dazu bei, die Kosten für die Tiere zu senken und das ethische Argument dieses chirurgischen Modells auszugleichen, indem die Schmerzen und das Leiden der Versuchspersonen gelindert werden. Darüber hinaus begrenzen eine angemessene Anästhesie und Analgesie die schmerzassoziierte Stressreaktion, was die Qualität der postoperativen Genesung verbessert und letztendlich die chirurgische Erfolgsrate erhöht13.
Mit dem Ziel, sowohl das Tierwohl als auch die Versuchsergebnisse zu verbessern, wurde ein Protokoll mit Anpassungen entwickelt, um diese Lücken zu schließen. Dieses Protokoll wurde von dem ursprünglich von Corry et al.7 beschriebenen Protokoll unter Konsultation eines tierärztlichen Anästhesisten und unter gebührender Berücksichtigung sowohl der Wirkungen als auch der Wirkungsdauer der pharmakologischen Interventionen, die im Anästhesie- und Analgetika-Regime verwendet werden, angepasst. Der Ansatz basierte auf den Prinzipien der ausgewogenen Anästhesie und der multimodalen Analgesie, um eine angemessene perioperative Versorgung zu gewährleisten14. Neben der Anwendung der aseptischen Technik wurden präventiv das Opioid Buprenorphin und das Lokalanästhetikum Bupivacain verabreicht. Die Vollnarkose wurde mit dem Inhalationsanästhetikum Isofluran durchgeführt.
Protocol
Representative Results
Discussion
Das orthotope Herztransplantationsmodell der Maus ist ein robustes präklinisches Modell, das in erster Linie verwendet wird, um die Auswirkungen einer MHC-Fehlanpassung auf das Ausmaß und die Art der immunologischen Abstoßung und in jüngerer Zeit die Auswirkungen der Transplantation auf den Erhalt der im Transplantatgewebe ansässigen Immunität zu untersuchen16. Während wir uns zunächst eng an das Protokoll von Corry et al.7 hielten, haben wir das Protokoll verfeiner…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Die Autoren bedanken sich bei den hervorragenden Bemühungen der Tierpfleger der University of Western Australia und des Harry Perkins Institute of Medical Research, die mit ihrem Engagement und ihrer Expertise zur Durchführbarkeit und zum Erfolg dieser Operationen beigetragen haben.
Materials
| 2030 Rycroft irrigating cannula 30 G | McFarlane | 56005HU | |
| Braided surgical silk 7-0 | |||
| Bulldog clamp curved – 35 mm | Roboz | RS-7441-5 | |
| Bupivacaine 0.25% | |||
| Buprenorphine | |||
| Castroviejo needle holder catch curved - 145 mm | Haag-Streit | 11.62.15 | |
| Chlorhexidine 5% solution | Ebos | JJ61371 | |
| Cotton-tipped applicator – 7.5 cm | Dove | SN109510 | |
| Ethanol 70% solution | Ebos | WH130192EE | |
| Gauze 5 x 5 cm white | Aero | AGS50 | |
| Gelfoam 80 mm x 125 mm | Pfizer | 7481D | |
| Hair clipper | Wahl | 9860L | |
| Heparin 1,000 IU in 1 mL | |||
| Iris SuperCut scissors straight – 11.5 cm | Inka Surgical | 11550.11 | |
| Isoflurane vaporiser | Darvall | 9176 | |
| Micro bulldog clamp – 3.7 cm | Greman | 14119-G | |
| Micro scissors curved 105 mm | |||
| Micropore plain paper surgical tape – 2.5 cm wide | Ebos | 7810L | |
| Microsurgical scissors – curved tip | |||
| Monofilament polyprolene suture – 5/0 | Surgipro | P-205-X | |
| Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g | Myweigh | Kit00053 | |
| Needle – 30 G x 0.5 inch | BD | BD304000 | |
| Needleholder 15 cm curved "super fine" | Surgical Specialists | ST-B-15-8.2 | |
| Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300 | |||
| Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD281R | |
| Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm | B. Braun | FD280R | |
| Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm | 15400-12 | ||
| Spring scissors-Cvd Sm blades | 15001-08 | ||
| Stevens scissors blunt straight 110 mm | |||
| Surgical backboard | Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm | ||
| Surgical drapes | Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm | ||
| Surgical microscope | |||
| Syringe – 1 mL | BD | 592696 | |
| Syringe – 3 mL | Leica | M651 | |
| Toothed forceps | BD | 309657 | |
| University of Wisconsin Solution | |||
| Warming pad | Far infrared warming pad 20 x 25 cm | ||
| Westcott spring scissors | |||
| Yasargil clip applier bayonet | Aesculap | FE582K | |
| Yasargil titanium clip perm 6.6 mm | Aesculap | A19FT222T | |
| Mouse usage | |||
| Strain/SEX/Weight | Donor | Recipent | |
| BALB/c, female, 19-23 g | 7 | 21 | |
| C57BL/6, female, 17-20 g | 7 | 0 | |
| CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g | 5 | 0 |
References
- Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. Transplantation of the intact mammalian heart. Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).
- Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. Complete homologous heart transplantation. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).
- Downie, H. G. Homotransplantation of the dog heart. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).
- Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. Complete homotransplantation of canine heart and lungs. A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
- Joffre, O., et al. Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes. Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).
- Gregori, S., et al. Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance. The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
- Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).
- Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. ILAR Journal. , (2021).
- Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
- Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC Available from: https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes (2013)
- Prosser, A., et al. Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation. Cell Reports. 35 (7), 109141 (2021).
