Summary

En modifisert murine heterotopisk hjertetransplantasjonsprotokoll som samsvarer med moderne standarder for aseptisk teknikk, anestesi og analgesi

Published: September 28, 2022
doi:

Summary

Denne artikkelen beskriver en modifisert teknikk for heterotopisk vaskularisert hjertetransplantasjon med oppdatert aseptisk teknikk, analgesi og anestesi.

Abstract

Utviklingen av eksperimentelle modeller for hjertetransplantasjon hos dyr har bidratt til mange fremskritt innen immunologi og solid organtransplantasjon. Mens den heterotopiske murine hjertetransplantasjonsmodellen opprinnelig ble brukt i studier av transplantatavstøtning ved bruk av kombinasjoner av feilmatchede innavlede musestammer, kan tilgang til genetisk modifiserte stammer og terapeutiske modaliteter gi kraftig ny preklinisk innsikt. I utgangspunktet har den kirurgiske metodikken for denne teknikken ikke endret seg siden utviklingen, spesielt med hensyn til viktige faktorer som aseptisk teknikk, anestesi og analgesi, som har materiell innvirkning på postkirurgisk sykelighet og dødelighet. I tillegg forventes forbedringer i perioperativ ledelse å gi forbedringer i både dyrevelferd og eksperimentelle resultater. Denne artikkelen rapporterer om en protokoll utviklet i samarbeid med en fagekspert i veterinær anestesi og beskriver kirurgisk teknikk med vekt på perioperativ ledelse. I tillegg diskuterer vi implikasjonene av disse forbedringene og gir detaljer om feilsøking av kritiske kirurgiske trinn for denne prosedyren.

Introduction

Vi skylder mye av vår forståelse av immunologi og transplantasjon til forskning basert på eksperimentelle modeller av solid organtransplantasjon ved hjelp av dyreforsøkspersoner. Siden den første beskrivelsen av vaskularisert hjertetransplantasjon hos pattedyr1 har slike modeller bidratt til kunnskap på vidtfavnende områder, inkludert terapeutisk anvendelse av hypotermi2, fordelene ved å bruke spesialiserte suturer3 og teknikker for total lunge- og hjertehomotransplantasjon4. Utviklingen av hjertetransplantasjonsmodeller hos rotter 5,6 ga bredere rom for immunologiske eksperimenter på grunn av tilgjengeligheten av forskjellige avlslinjer. Det betydelig bredere spekteret av tilgjengelige innavlede og mutante musestammer førte Corry et al.7 til å utvikle en teknikk for murine heterotopisk hjertetransplantasjon på grunn av de betydelige fordelene som dette området bringer til transplantasjonsforskning. Denne modellen har vært mye brukt og har bidratt til økt forståelse av transplantatavstøtning8 og terapeutikk9. Siden den første beskrivelsen har imidlertid teknikken stort sett vært uendret, bortsett fra noen mindre tekniske detaljer som justeringer av posisjonen til anastomotiske steder10,11.

Siden integreringen av teknikken til Corry et al.7 i våre eksperimenter, har vi identifisert løfteområder for å forbedre protokollen, nemlig aseptisk teknikk, anestesi og analgesi. Forbedringer på disse områdene ble forventet å gi en positiv innvirkning på eksperimentelle resultater og forbedre dyrevelferden. Dette har tidligere blitt vist når aseptisk teknikk brukes i smådyroperasjoner, da det hjelper til med reduksjon av postoperative infeksjoner12, som ikke bare påvirker sykelighet og dødelighet, men kan også kompromittere eksperimenter designet for å vurdere immunresponsen etter transplantasjonskirurgi. Fra et anestesi og smertestillende synspunkt bidrar bruken av et raffinert diett til å redusere kostnadene for dyr og balansere det etiske argumentet til denne kirurgiske modellen ved å redusere smerten og lidelsen til eksperimentelle. Videre begrenser passende anestesi og analgesi den smerteassosierte stressresponsen, forbedrer kvaliteten på postoperativ utvinning og til slutt øker den kirurgiske suksessraten13.

Med sikte på å forbedre både dyrevelferd og eksperimentelle resultater, ble det utviklet en protokoll med justeringer for å bygge bro over disse gapene. Denne protokollen er tilpasset fra det som opprinnelig ble beskrevet av Corry et al.7 med konsultasjon fra en veterinæranestesilege og med behørig hensyn til både effektene og varigheten av effektene av de farmakologiske inngrepene som brukes i anestesi- og smertestillende behandling. Tilnærmingen var basert på prinsippene om balansert anestesi og multimodal analgesi for å sikre forsvarlig perioperativ behandling14. I tillegg til aseptisk teknikk ble opioidet buprenorfin og lokalanestetikumet bupivakain gitt på forhånd. Narkose ble utført ved bruk av inhalasjonsanestesimiddelet isofluran.

Protocol

Denne forskningen ble utført i samsvar med Code of Practice for the Care and Use of Animals for Scientific Purpose15 og godkjent under Animal Ethics Protocols RA/3/100/1568 og AE173 (The University of Western Australia Animal Ethics Committee og The Harry Perkins Institute of Medical Research Animal Ethics Committee, henholdsvis). Se materialfortegnelsen for detaljer om alle materialer, instrumenter og dyr som brukes i denne protokollen. 1. Forbe…

Representative Results

For å bestemme effektiviteten av den kirurgiske teknikken for å fremme gode resultater av sårheling og musegjenoppretting, bestemte tidlige eksperimenter i laboratoriet overlevelsesegenskapene til en rekke hjertetransplantater av variabel immunogenitet til mottakeren. Disse inkluderte kongene (n = 5) og syngene (n = 5) transplantater, som deler de samme store histokompatibilitetskompleksmarkørene (MHC) som mottakeren, og store mismatch-transplantater (n = 9), der transplantatet og mottakeren har forskjellige MHC-mark…

Discussion

Murine ortotopisk hjertetransplantasjonsmodell er en robust preklinisk modell som primært brukes til å undersøke effekten av MHC-mismatch på nivået og arten av immunologisk avstøtning og, mer nylig, effekten av transplantasjon på retensjon av transplantatvevsresident immunitet16. Mens vi i utgangspunktet fulgte Corry et al.7-protokollen , har vi raffinert protokollen for å innlemme beste praksisstandarder for aseptisk teknikk, analgesi og anestesi. Oppdateringen av …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne vil gjerne anerkjenne den ypperlige innsatsen til dyrepleiepersonalet ved University of Western Australia og Harry Perkins Institute of Medical Research, hvis engasjement og kompetanse bidro til muligheten og suksessen til disse operasjonene.

Materials

2030 Rycroft irrigating cannula 30 G McFarlane 56005HU
Braided surgical silk 7-0
Bulldog clamp curved – 35 mm  Roboz RS-7441-5
Bupivacaine 0.25% 
Buprenorphine
Castroviejo needle holder catch curved -  145 mm Haag-Streit 11.62.15
Chlorhexidine 5% solution Ebos JJ61371
Cotton-tipped applicator – 7.5 cm Dove SN109510
Ethanol 70% solution Ebos WH130192EE
Gauze 5 x 5 cm white Aero AGS50
Gelfoam 80 mm x 125 mm  Pfizer 7481D
Hair clipper Wahl 9860L
Heparin 1,000 IU in 1 mL
Iris SuperCut scissors straight – 11.5 cm   Inka Surgical  11550.11
Isoflurane vaporiser Darvall 9176
Micro bulldog clamp – 3.7 cm Greman 14119-G
Micro scissors curved 105 mm 
Micropore plain paper surgical tape – 2.5 cm wide Ebos 7810L
Microsurgical scissors – curved tip
Monofilament polyprolene suture – 5/0 Surgipro P-205-X
Myweigh i101 Precision Scale 100 g x 0.005 g Myweigh Kit00053
Needle – 30 G x 0.5 inch BD BD304000
Needleholder 15 cm curved "super fine" Surgical Specialists ST-B-15-8.2
Nylene 10/0 x 15 cm on 3.8 mm 3/8 circle round bodied taper (diam 0.07mm) CV300
Round body suture forceps curved 0.3 mm 120 mm B. Braun FD281R
Round body suture forceps straight 0.3 mm 120 mm B. Braun FD280R
Round handled vannas spring scissors-str/12.5 cm 15400-12
Spring scissors-Cvd Sm blades 15001-08
Stevens scissors blunt straight 110 mm
Surgical backboard Rigid laminated cardboard. 15 x 15 cm
Surgical drapes Cut into two sizes. 25 cm x 25 cm, and 25 cm x 40 cm 
Surgical microscope
Syringe – 1 mL BD 592696
Syringe – 3 mL Leica M651
Toothed forceps BD 309657
University of Wisconsin Solution
Warming pad Far infrared warming pad 20 x 25 cm
Westcott spring scissors
Yasargil clip applier bayonet Aesculap FE582K
Yasargil titanium clip perm 6.6 mm Aesculap A19FT222T
Mouse usage
Strain/SEX/Weight Donor Recipent
BALB/c, female, 19-23 g 7 21
C57BL/6, female, 17-20 g 7 0
CD45.1 BALB/c, female, 17-21 g 5 0

References

  1. Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. Transplantation of the intact mammalian heart. Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).
  2. Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. Complete homologous heart transplantation. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).
  3. Downie, H. G. Homotransplantation of the dog heart. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).
  4. Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. Complete homotransplantation of canine heart and lungs. A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).
  5. Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
  6. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  7. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
  8. Joffre, O., et al. Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes. Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).
  9. Gregori, S., et al. Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance. The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).
  10. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  11. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
  12. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).
  13. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. ILAR Journal. , (2021).
  14. Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
  15. Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC Available from: https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes (2013)
  16. Prosser, A., et al. Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation. Cell Reports. 35 (7), 109141 (2021).
check_url/fr/64284?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Singer, D. A., Musk, G. C., Huang, W. H., Liu, L., Kaur, J., Watson, M., Prosser, A., Lucas, M., Lucas, A. A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia. J. Vis. Exp. (187), e64284, doi:10.3791/64284 (2022).

View Video