JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Médecine

Воспроизводимая модель хрящевого удара для формирования посттравматического остеоартрита у кролика

Published: November 21, 2023
doi:
10.3791/64450
, , , , , , , , ,
1Department of Anatomy, Cell Biology and Physiology,Indiana University School of Medicine, 2Department of Orthopaedic Surgery,Indiana University School of Medicine, 3Indiana Center for Musculoskeletal Health,Indiana University School of Medicine, 4School of Mechanical Engineering,Purdue University, 5Large Animal Resource Center,Indiana University School of Medicine, 6Department of Mechanical and Energy Engineering,Indiana University-Purdue University Indianapolis

Summary

Модель воздействия открытого медиального мыщелка бедренной кости у кроликов надежна для изучения посттравматического остеоартрита (ПТОА) и новых терапевтических стратегий для смягчения прогрессирования ПТС. Этот протокол генерирует изолированный дефект хряща заднего медиального мыщелка бедренной кости у кроликов с использованием подвесной башни на базе каретки с ударной головкой.

Abstract

Посттравматический остеоартрит (PTOA) является причиной 12% всех случаев остеоартрита в Соединенных Штатах. ПТА может быть инициирована единичным травматическим событием, таким как сильная ударная нагрузка, действующая на суставной хрящ, или нестабильностью сустава, как это происходит при разрыве передней крестообразной связки. В настоящее время не существует эффективных терапевтических средств для профилактики ПТОС. Разработка надежной модели ПТА на животных необходима для лучшего понимания механизмов, с помощью которых происходит повреждение хряща, и для изучения новых стратегий лечения для облегчения или предотвращения прогрессирования ПТОА. В этом протоколе описывается модель воздействия мыщелка бедренной кости кролика с открытой башней для индуцирования повреждения хряща. Эта модель обеспечивала пиковые нагрузки 579,1 ± 71,1 Н и пиковые напряжения 81,9 ± 10,1 МПа при нагрузке 2,4 ± 0,5 мс. Суставной хрящ из ретинированных медиальных мыщелков бедренной кости (MFC) имел более высокую частоту апоптотических клеток (p = 0,0058) и обладал более высокими баллами по шкале Международного общества исследования остеоартрита (OARSI) 3,38 ± 1,43 по сравнению с неретинированными контралатеральными MFC (0,56 ± 0,42), а другие хрящевые поверхности пораженного коленного сустава (p < 0,0001). Различий в показателях OARSI не выявлено среди суставных поверхностей без ретинации (p > 0,05).

Introduction

Посттравматический остеоартрит (ПТОА) является ведущей причиной инвалидности во всем мире и составляет 12–16% случаев симптоматического остеоартрита (ОА)1. В настоящее время золотым стандартом лечения терминальной стадии ОА является тотальное эндопротезирование коленного и тазобедренного суставов2 или артродез, как и в случае терминальной стадии большеберцового или подтаранного артрита. Несмотря на то, что эндопротезирование в значительной степени успешно, оно может иметь дорогостоящие и болезненные осложнения3. Кроме того, эндопротезирование менее желательно у пациентов моложе 50 лет, учитывая низкую выживаемость имплантатов без ревизии – 77%-83%4,5. В настоящее время не существует одобренных FDA методов лечения для предотвращения или смягчения прогрессирования PTOA.

ПТОА поражает весь сустав, включая синовиальную ткань, субхондральную кость и суставной хрящ. Характеризуется дегенерацией суставного хряща, воспалением синовиальной оболочки, субхондральным ремоделированием кости и образованием остеофитов 6,7. Фенотип ПТА развивается в результате сложного процесса взаимодействия между хрящом, синовиальной оболочкой и субхондральной костью. В настоящее время считается, что повреждение хряща приводит к высвобождению компонентов внеклеточного матрикса (ECM), таких как коллаген 2-го типа (COL2) и аггрекан (ACAN). Эти фрагменты компонентов ECM являются провоспалительными и вызывают повышенную продукцию IL-6, IL-1β и активных форм кислорода. Эти медиаторы действуют на хондроциты, вызывая повышенную регуляцию матриксных металлопротеиназ (ММП), таких как MMP-13, которые разрушают суставной хрящ, а также снижают синтез матрикса, что приводит к созданию общей катаболической среды для суставного хряща8. Кроме того, имеются данные о повышенном апоптозе хондроцитов при первичном остеоартрозе и PTOA 9,10. Митохондриальная дисфункция возникает после супрафизиологической нагрузки хряща 11,12,13,14, что может привести к повышению апоптоза хондроцитов12,15. Усиленный апоптоз хондроцитов был связан с повышенным истощением протеогликанов и катаболизмом хряща и, как было показано, предшествует изменениям в ремоделировании хряща и субхондральной кости16,17,18.

Как и в случае с большинством заболеваний человека, для дальнейшего понимания патофизиологии заболевания и тестирования новых методов лечения необходимы надежные и трансляционные модели ПТОЗ. Крупные животные, такие как свиньи и собаки, использовались в моделях внутрисуставных переломов и ударов PTOA17,19, но они дорогостоящие. Более мелкие животные модели, такие как мыши, крысы и кролики, дешевле и используются для изучения ПТС, возникающей в результате дестабилизации сустава, которая обычно включает хирургическое рассечение передней крестообразной связки (ПКС) и/или разрушение медиального мениска 20,21,22,23,24,25. Хотя травма сустава может привести к различным последствиям, включая повреждение связок26, механическая перегрузка хряща происходит почти во всех случаях.

Появляются новые доказательства того, что патология, лежащая в основе развития ПТОА после нестабильности связок (как при рассечении передней крестообразной связки) и острого хондрального повреждения, обусловлена различными механизмами27. Поэтому важна разработка моделей прямого повреждения хряща. В настоящее время существует ограниченное число моделей удара, вызывающих остеохондральное или хондральное повреждение у крыс и мышей28,29. Однако мышиный хрящ не очень хорошо подходит для образования изолированных хондральных дефектов. Это связано с тем, что суставной хрящ мышей имеет толщину всего 3-5 клеточных слоев и не имеет организованных поверхностных, радиальных и переходных хрящевых зон, а также толстого кальцинированного хрящевого слоя, обнаруженного у людей и более крупных животных. Мышиные модели также демонстрируют спонтанное разрешение частичных дефектов хряща30,31. Таким образом, мы выбрали кролика для этой модели удара, поскольку толщина и организация его хряща аналогичны человеческим, и это самая маленькая модель животного, которая позволит нанести постоянный хондральный удар, который приводит к PTOA. В предыдущих открытых хирургических моделях удара мыщелка бедренной кости у кролика использовались маятник32, ручное подпружиненное устройство 33 для захвата хряща и падающая башня, которая позволяла создавать специфичный для кролика ударный механизм34. Однако в этих исследованиях отсутствовали данные in vivo. Другие исследователи сообщали данные in vivo с маятниковыми35, пневматическими 36 и подпружиненными37 ударными устройствами10, и эти исследования показывают высокую вариабельность пикового напряжения и скорости нагрузки между методами. Тем не менее, в этой области отсутствует последовательный подход к надежному моделированию острой травмы хряща in vivo.

В текущем протоколе используется система на основе падающей башни для обеспечения последовательного воздействия на задний медиальный мыщелок колена кролика. Задний доступ к коленному суставу используется для обнажения заднего медиального мыщелка бедренной кости. Затем штифт Штейнмана помещается поперек мыщелков бедренной кости от медиального до латерального на одной линии с суставной поверхностью и закрепляется на платформе. После закрепления нагрузка доставляется в задний медиальный мыщелок бедренной кости. Этот метод позволяет добиться последовательного повреждения хряща на несущей поверхности дистального отдела бедренной кости кролика.

Protocol

Следующая процедура была выполнена с одобрения Комитета по уходу за животными и их использованию (IACUC) Медицинской школы Университета Индианы. Все операции по выживанию проводились в стерильных условиях, как указано в рекомендациях NIH. Риск боли и инфекции контролировался с помощью над…

Representative Results

Успех этой процедуры контролировался сразу после удара путем визуализации мыщелка хирургом (Рисунок 4А) и рентгенографии, чтобы убедиться в отсутствии перелома (Рисунок 4Б). Существует риск неудачного удара, приводящего к интраоперационному перелому мы?…

Discussion

Эта хирургическая процедура направлена на создание последовательного повреждения хряща несущей поверхности медиального мыщелка бедренной кости кролика в модели PTOA. Преимущество этой процедуры заключается в том, что задний доступ к коленному суставу позволяет непосредственно визуа?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование было поддержано Программой рецензируемых медицинских исследований Министерства обороны США – Исследовательская премия, инициированная исследователями, W81XWH-20-1-0304 от U.S. ARMY MEDICAL RESEARCH ACQUISITION ACTIVITY, NIH NIAMS R01AR076477 и Комплексной программой обучения опорно-двигательного аппарата T32 от NIH (AR065971) и грантом NIH NIAMS R01 AR069657. Авторы хотели бы поблагодарить Кевина Карра (Kevin Carr) за предоставление своего опыта в области механической обработки и изготовления для этого проекта, а также Дрю Брауна (Drew Brown) и Центр гистологии костей опорно-двигательного аппарата штата Индиана (Indiana Center for Musculoskeletal Health Bone Histology Core) за помощь в гистологии.

Materials

Flat head screw McMaster-Carr 92210A194 Stainless steel hex drive flat head screw, 8-32, 1/2"
#15 scalpel blades McKesson 1029066 Scalpel McKesson No. 15 Stainless Steel / Plastic Classic Grip Handle Sterile Disposable
1/2”-20 threaded rod McMaster-Carr 99065A120 1/2”-20 threaded rod
10 mL syringe McKesson 1031801 For irrigation; General Purpose Syringe McKesson 10 mL Blister Pack Luer Lock Tip Without Safety
3 mL syringe McKesson 1031804 For lidocaine/bupiviacaine injection; General Purpose Syringe McKesson 3 mL Blister Pack Luer Lock Tip Without Safety.
3-0 polysorb Ethicon J332H 3-0 Vircryl, CT-2, 1/2 circle, 26 mm, tapered
4-0 monosorb Ethicon Z397H 4-0 PDS 2, FS-2, 3/8 circle, 19mm, cutting edge
5-0 polysorb Med Vet International NC9335902 Med Vet International 5-0 ETHICON COATED VICRYL C-3
Accelerometer Kistler 8743A5 Accelerometer
Adson-Browns Forceps World precision tools 500177 Adson-Brown Forceps, 12 cm, Straight, TC Jaws, 7 x 7 Teeth
Alfaxalone Jurox 49480-002-01 Alfaxan Multidose by Jurox : 10 mg/mL
Buprenorphine Par Pharmaceuticals 42023-0179-05 Buprenorphine HCL injection: 0.3 mg/mL
Butorphanol  Zoetis 54771-2033 Butorphanol tartrate 10mg/ml by Zoetis
Chlorhexidine Hand Scrub BD 371073 BD E-Z Scrub 107 Surgical Scrub Brush/Sponge, 4% CHG, Red
Collet STRYKER 14023 Stryker 4100-62 wire Collet 0.28-0.71''
Cordless Driver handpiece STRYKER OR-S4300 Stryker 4300 CD3 Cordless Driver 3 handpiece
Cricket Retractors Novosurgical G3510 21 2x Heiss (Holzheimer) Cross Action Retractor
Dissector Scissors Jorvet labs J0662 Aesculap AG, Metzenbaum, Scissors, Straight 5 3/4″
Elizabethian Collar ElizaSoft 62054 ElizaSoft Elizabethan Recovery Collar
Enrofloxacin Custom Meds Enrofloxacin compounded by Custom Meds
Eye Ointment Pivetal  46066-753-55 Pivetal Articifical Tears- recently recalled
Face-mount shaft collar McMaster-Carr 5631T11 Face-mount shaft collar
Fast green Millipore Sigma F7258 Fast green
Freer Jorvet labs J0226Q Freer elevator
Head screw -1 McMaster-Carr 91251A197 Black-oxide alloy steel socket head screw, 8-32, 3/4"
Head screw -2 McMaster-Carr 92196A194 Stainless steel socket head screw, 8-32, 1/2"
Head screw -3 McMaster-Carr 92196A146 Stainless steel socket head screw, 8-32, 1/2"
Head screw -4 McMaster-Carr 92196A151 Stainless steel socket head screw, 6-32, 3/4"
Hematoxylin Solution, Gill No. 1 Millipore Sigma GHS132-1L Hematoxylin Solution, Gill No. 1
Hex nut McMaster-Carr 91841A007 Stainless steel hex nut, 6-32
Hold-down toggle clamp McMaster-Carr 5126A71 Hold-down toggle clamp
Impact device n/a n/a custom made
Impact platform n/a n/a custom made
K-wires Jorvet Labs J0250A JorVet Intramedullary Steinman Pins, Trocar-Trocar 1/16" x 7"
Lab View National Instruments n/a n/a
Load cell Kistler 9712B5000 Load cell
MATLAB The MathWorks Inc. n/a n/a
Microscope Leica DMi-8 Leica DMi8 microscope with LAS-X software
Midazolam Almaject 72611-749-10 Midazolam Hydrochloride injection: 5mg/ml by Almaject
milling machine depth stops McMaster-Carr 2949A71 Clamp-on milling machine depth stops
Mobile C-arm Philips 718095 BV Pulsera, Mobile C-arm
Mounted linear ball bearing McMaster-Carr 9338T7 Mounted linear ball bearing
Needle Driver A2Z Scilab A2ZTCIN39 TC Webster Needle Holder Smooth Jaws 5", Premium
Pentobarbital Vortech 0298-9373-68 Pentobarbital 390 mg/mL by Vortech
Safranin O Millipore Sigma HT90432 Safranin O
Small Battery pack STRYKER NS014036 6212 Small Battery pack- 9.6 V
Steel rod, 2’ McMaster-Carr 89535K25 Steel rod, 2’
Sterile Saline ICU Medical 6139-22 AquaLite Solution Pour Bottles, 250 mL
Stryker 6110-120 System 6 Battery Charger STRYKER OR-S6110-120
Surgical gloves McKesson 1044729 Surgical Glove McKesson Perry Size 6.5 Sterile Pair Latex Extended Cuff Length Smooth Brown Not Chemo Approved
Surgical gown McKesson 1104452 Non-Reinforced Surgical Gown with Towel McKesson Large Blue Sterile AAMI Level 3 Disposable
Suture scissors Jorvet Labs J0910SA Super Cut Scissors, Mayo, Straight, 5 1/2″
TUNEL staining kit ABP Bioscience A049 TUNEL Chromogenic Apoptosis Detection Kit
Weitlaner Retractors Fine Science Tools 17012-11 2x Weitlaner-Locktite Retractors
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Thomas, A. C., Hubbard-Turner, T., Wikstrom, E. A., Palmieri-Smith, R. M. Epidemiology of posttraumatic osteoarthritis. Journal of Athletic Training. 52 (6), 491-496 (2017).
  2. Pasquale, M. K., et al. Healthcare Utilization and costs of knee or hip replacements versus pain-relief injections. American Health Drug Benefits. 8 (7), 384-394 (2015).
  3. Yao, J. J., et al. Direct Inpatient medical costs of operative treatment of periprosthetic hip and knee infections are twofold higher than those of aseptic revisions. Journal of Bone and Joint Surgery America. 103 (4), 312-318 (2021).
  4. Anatone, A. J., et al. Decreased implant survival is associated with younger patients undergoing total knee arthroplasty. HSS Journal. 18 (2), 290-296 (2022).
  5. Stone, B., Nugent, M., Young, S. W., Frampton, C., Hooper, G. J. The lifetime risk of revision following total knee arthroplasty : a New Zealand Joint Registry study. The Bone and Joint Journal. 104-B (2), 235-241 (2022).
  6. Chen, D., et al. Osteoarthritis: toward a comprehensive understanding of pathological mechanism. Bone Research. 5, 16044 (2017).
  7. Robinson, W. H., et al. Low-grade inflammation as a key mediator of the pathogenesis of osteoarthritis. Nature Review Rheumatology. 12 (10), 580-592 (2016).
  8. Perez-Garcia, S., et al. Profile of matrix-remodeling proteinases in osteoarthritis: impact of fibronectin. Cells. 9 (1), 40 (2019).
  9. Hashimoto, S., Ochs, R. L., Komiya, S., Lotz, M. Linkage of chondrocyte apoptosis and cartilage degradation in human osteoarthritis. Arthritis Rheumatology. 41 (9), 1632-1638 (1998).
  10. Natoli, R. M., Athanasiou, K. A. Traumatic loading of articular cartilage: Mechanical and biological responses and post-injury treatment. Biorheology. 46 (6), 451-485 (2009).
  11. Coleman, M. C., Brouillette, M. J., Andresen, N. S., Oberley-Deegan, R. E., Martin, J. M. Differential effects of superoxide dismutase mimetics after mechanical overload of articular cartilage. Antioxidants (Basel). 6 (4), 98 (2017).
  12. Goodwin, W., et al. Rotenone prevents impact-induced chondrocyte death. Journal of Orthopaedic Research. 28 (8), 1057-1063 (2010).
  13. Wolff, K. J., et al. Mechanical stress and ATP synthesis are coupled by mitochondrial oxidants in articular cartilage. Journal of Orthopaedic Research. 31 (2), 191-196 (2013).
  14. Delco, M. L., Bonnevie, E. D., Bonassar, L. J., Fortier, L. A. Mitochondrial dysfunction is an acute response of articular chondrocytes to mechanical injury. Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 739-750 (2018).
  15. Coleman, M. C., Ramakrishnan, P. S., Brouillette, M. J., Martin, J. A. Injurious loading of articular cartilage compromises chondrocyte respiratory function. Arthritis Rheumatology. 68 (3), 662-671 (2016).
  16. Bobinac, D., Spanjol, J., Zoricic, S., Maric, I. Changes in articular cartilage and subchondral bone histomorphometry in osteoarthritic knee joints in humans. Bone. 32 (3), 284-290 (2003).
  17. Coleman, M. C., et al. Targeting mitochondrial responses to intra-articular fracture to prevent posttraumatic osteoarthritis. Science Translational Medicine. 10 (427), eaan5372 (2018).
  18. Heraud, F., Heraud, A., Harmand, M. F. Apoptosis in normal and osteoarthritic human articular cartilage. Annals of Rheumatological Diseases. 59 (12), 959-965 (2000).
  19. Narez, G. E., Fischenich, K. M., Donahue, T. L. H. Experimental animal models of post-traumatic osteoarthritis of the knee. Orthopedic Reviews (Pavia). 12 (2), 8448 (2020).
  20. Fischenich, K. M., et al. Chronic changes in the articular cartilage and meniscus following traumatic impact to the lapine knee. Journal of Biomechanics. 48 (2), 246-253 (2015).
  21. Isaac, D. I., Meyer, E. G., Kopke, K. S., Haut, R. C. Chronic changes in the rabbit tibial plateau following blunt trauma to the tibiofemoral joint. Journal of Biomechanics. 43 (9), 1682-1688 (2010).
  22. Wei, F., et al. Post-traumatic osteoarthritis in rabbits following traumatic injury and surgical reconstruction of the knee. Annals of Biomedical Engineering. 50 (2), 169-182 (2022).
  23. Terracciano, R., et al. Quantitative high-resolution 7T MRI to assess longitudinal changes in articular cartilage after anterior cruciate ligament injury in a rabbit model of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage Open. 4 (2), 100259 (2022).
  24. Huang, K., Cai, H. L., Zhang, P. L., Wu, L. D. Comparison between two rabbit models of posttraumatic osteoarthritis: A longitudinal tear in the medial meniscus and anterior cruciate ligament transection. Journal of Orthopaedic Research. 38 (12), 2721-2730 (2020).
  25. Sun, Z. B., Peng, H. Experimental Study on the prevention of posttraumatic osteoarthritis in the rabbit knee using a hinged external fixator in combination with exercises. Journal of Investigative Surgery. 32 (6), 552-559 (2019).
  26. Gardner, M. J., et al. The incidence of soft tissue injury in operative tibial plateau fractures: a magnetic resonance imaging analysis of 103 patients. Journal of Orthopedic Trauma. 19 (2), 79-84 (2005).
  27. Dilley, J. E. B. . M. A., Roman, N., McKinley, T. O., Sankar, U. Post-traumatic osteoarthritis: A review of pathogenic mechanisms and novel targets for mitigation. Bone Reports. 18, 101658 (2023).
  28. Seol, D., et al. Effects of knockout of the receptor for advanced glycation end-products on bone mineral density and synovitis in mice with intra-articular fractures. Journal of Orthopedic Research. 36 (9), 2439-2449 (2018).
  29. Furman, B. D., et al. Joint degeneration following closed intraarticular fracture in the mouse knee: a model of posttraumatic arthritis. Journal of Orthopedic Research. 25 (5), 578-592 (2007).
  30. Glasson, S. S., Chambers, M. G., Van Den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative – recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthritis Cartilage. 18 Suppl 3, S17-S23 (2010).
  31. McCoy, A. M. Animal models of osteoarthritis: comparisons and key considerations. Veterinary Pathology. 52 (5), 803-818 (2015).
  32. Fening, S. D., Jones, M. H., Moutzouros, V., Downs, B., Miniaci, A. Method for Delivering a controlled impact to articular cartilage in the rabbit knee. Cartilage. 1 (3), 211-216 (2010).
  33. Leucht, F., et al. Development of a new biomechanically defined single impact rabbit cartilage trauma model for in vivo-studies. Journal of Investigative Surgery. 25 (4), 235-241 (2012).
  34. Vrahas, M. S., Smith, G. A., Rosler, D. M., Baratta, R. V. Method to impact in vivo rabbit femoral cartilage with blows of quantifiable stress. Journal of Orthopedic Research. 15 (2), 314-317 (1997).
  35. Borrelli, J., Burns, M. E., Ricci, W. M., Silva, M. J. A method for delivering variable impact stresses to the articular cartilage of rabbit knees. Journal of Orthopedic Trauma. 16 (3), 182-188 (2002).
  36. Milentijevic, D., Rubel, I. F., Liew, A. S., Helfet, D. L., Torzilli, P. A. An in vivo rabbit model for cartilage trauma: a preliminary study of the influence of impact stress magnitude on chondrocyte death and matrix damage. Journal of Orthopedic Trauma. 19 (7), 466-473 (2005).
  37. Alexander, P. G., et al. An In vivo lapine model for impact-induced injury and osteoarthritic degeneration of articular cartilage. Cartilage. 3 (4), 323-333 (2012).
  38. Bonitsky, C. M., et al. Genipin crosslinking decreases the mechanical wear and biochemical degradation of impacted cartilage in vitro. Journal of Orthopedic Research. 35 (3), 558-565 (2017).
  39. Bartley, K. A., Johnson, C. H. Human Infant pants for postoperative protection during social housing of new zealand white rabbits (Oryctolagus cuniculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 58 (4), 510-516 (2019).
  40. Lillie, R. D., Fullmer, H. M. . Histopathologic technic and practical histochemistry. , (1976).
  41. Prophet, E., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. . Armed Forces Institute of Pathology: Laboratory Methods in Histotechnology. Washington DC: American Registry of Pathology. , (1992).
  42. Dilley, J. E., et al. CAMKK2 is upregulated in primary human osteoarthritis and its inhibition protects against chondrocyte apoptosis. Osteoarthritis and Cartilage. 31 (7), 908-918 (2023).
  43. Pritzker, K. P., et al. Osteoarthritis cartilage histopathology: grading and staging. Osteoarthritis Cartilage. 14 (1), 13-29 (2006).
  44. Christiansen, B. A., et al. Non-invasive mouse models of post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 23 (10), 1627-1638 (2015).
  45. Borrelli, J., Zaegel, M. A., Martinez, M. D., Silva, M. J. Diminished cartilage creep properties and increased trabecular bone density following a single, sub-fracture impact of the rabbit femoral condyle. Journal of Orthopaedic Research. 28 (10), 1307-1314 (2010).
  46. Borrelli, J., Silva, M. J., Zaegel, M. A., Franz, C., Sandell, L. J. Single high-energy impact load causes posttraumatic OA in young rabbits via a decrease in cellular metabolism. Journal of Orthopedic Research. 27 (3), 347-352 (2009).
  47. Borrelli, J., Zhu, Y., Burns, M., Sandell, L., Silva, M. J. Cartilage tolerates single impact loads of as much as half the joint fracture threshold. Clinical Orthopedics and Related Research. 426, 266-273 (2004).
  48. Karnik, S., et al. Decreased SIRT1 activity is involved in the acute injury response of chondrocytes to ex vivo injurious mechanical overload. International Journal of Molecular Sciences. 24 (7), 6521 (2023).
  49. Mevel, E., et al. Systemic inhibition or global deletion of CaMKK2 protects against post-traumatic osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 30 (1), 124-136 (2022).

Tags

Cartilage Impact ModelPost-traumatic OsteoarthritisRabbitSteinmann PinFemoral ShaftArthrotomyMedial Femoral CondyleJoint TraumaTherapeutic Evaluation
check_url/fr/64450?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Dilley, J., Noori-Dokht, H., Seetharam, A., Bello, M., Nanavaty, A., Natoli, R. M., McKinley, T., Bault, Z., Wagner, D., Sankar, U. A Reproducible Cartilage Impact Model to Generate Post-Traumatic Osteoarthritis in the Rabbit. J. Vis. Exp. (201), e64450, doi:10.3791/64450 (2023).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image