JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Traduction automatique
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Recherche en cancérologie

טכניקה תלת מימדית להדמיה של שינויים אולטרה-מבניים מיטוכונדריאליים בתאי סרטן הלבלב

Published: June 23, 2023
doi:
10.3791/65290
, , , , , ,
1School of Pharmaceutical Science of Zhejiang Chinese Medical University, 2Department of Pharmacy,Zhejiang Provincial Dermatology Hospital, 3Academy of Chinese Medical Sciences of Zhejiang Chinese Medical University

Summary

פרוטוקול זה מתאר כיצד לשחזר כריסטה מיטוכונדריאלית כדי להשיג הדמיה תלת-ממדית בדיוק גבוה, ברזולוציה גבוהה ובתפוקה גבוהה.

Abstract

הבנת התכונות הדינמיות של מבנה העל של אברוני התא, שהוא לא רק עשיר במידע לא ידוע אלא גם מתוחכם מנקודת מבט תלת-ממדית (תלת-ממדית), היא קריטית למחקרים מכניסטיים. מיקרוסקופ אלקטרונים (EM) מציע עומק הדמיה טוב ומאפשר שחזור של ערימות תמונה ברזולוציה גבוהה כדי לחקור את המורפולוגיה האולטרה-סטרוקטורלית של אברוני התא אפילו בקנה מידה ננומטרי; לכן, שחזור תלת מימד צובר חשיבות בשל היתרונות שאין דומה לו. מיקרוסקופ אלקטרונים סורק (SEM) מספק טכנולוגיית רכישת תמונה בתפוקה גבוהה המאפשרת שחזור מבנים גדולים בתלת-ממד מאותו אזור עניין בפרוסות עוקבות. לכן, היישום של SEM בשחזור תלת ממדי בקנה מידה גדול כדי לשחזר את ultrastructure 3D האמיתי של אברונים הופך נפוץ יותר ויותר. בפרוטוקול זה, אנו מציעים שילוב של חתך אולטרה דק סדרתי וטכניקות שחזור תלת-ממדיות כדי לחקור קריסטות מיטוכונדריאליות בתאי סרטן הלבלב. הפרטים על האופן שבו טכניקות אלה מבוצעות מתוארים בפרוטוקול זה באופן שלב אחר שלב, כולל שיטת osmium-thiocarbohydrazide-osmium (OTO), הדמיית חתך אולטרה-דק טורי ותצוגת הדמיה.

Introduction

מיטוכונדריה הם אחד האברונים החשובים ביותר בתא. הם משמשים כמרכז המרכזי של ביו-אנרגטיקה תאית ומטבוליזם 1,2 וממלאים תפקיד קריטי בסרטן3. סרטן הלבלב (PC) הוא אחד מסוגי הסרטן הקשיםביותר לטיפול בשל התפשטותו המהירה ושיעור התמותה הגבוה. תפקוד לקוי של המיטוכונדריה, הנגרם בעיקר על ידי שינויים במורפולוגיה המיטוכונדריאלית 3,5,6,7, נקשר למנגנוני המחלה העומדים בבסיס PC8. מיטוכונדריה הם גם דינמיים מאוד, אשר בא לידי ביטוי על ידי שינויים תכופים ודינמיים בקישוריות הרשת שלהם ואת מבנה cristae9. העיצוב מחדש של מבנה הקריסטה יכול להשפיע ישירות על תפקוד המיטוכונדריה ועל המצב התאי10,11, אשר משתנים באופן משמעותי במהלך צמיחת תאי הגידול, גרורות ושינויים במיקרו-סביבה של הגידול12,13.

בשנים האחרונות, מדענים חקרו אברון זה באמצעות תצפית EM14,15,16,17; לדוגמה, חוקרים ניתחו את הדינמיקה המיטוכונדריאלית באמצעות טכניקות שחזור תלת-ממדיות 6,7,18,19. הרעיון הכללי והשיטה לשחזור תלת-ממדי של תמונות מיקרוסקופ אלקטרונים נקבעו רשמית כבר בשנת 196820 וכללו שילוב של מיקרוסקופ אלקטרונים, עקיפה אלקטרונית ועיבוד תמונה ממוחשב כדי לשחזר את זנב הפאג T4. עד כה, טכנולוגיית הדמיה תלת-ממדית של מיקרוסקופ אלקטרונים עשתה התקדמות משמעותית במונחים של רזולוציית תמונה 21, דרגת אוטומציה22 ונפח עיבוד 23 ושימשה בקנה מידה רחב יותר ויותר במחקר ביולוגי, מרמת הרקמה ועד לרמת האולטרה-מבנה של אברונים בקנה מידה ננומטרי24. בשנים האחרונות, הדמיית תלת מימד במיקרוסקופ אלקטרונים הפכה גם לטכנולוגיה מבטיחה למגוון רחב של יישומים25,26,27.

תשומת הלב הגוברת על cristae מיטוכונדריאלי ממחיש במיוחד את הדרישות החיוניות עבור הדמיית נפח ultrastructural. מיקרוסקופ אלקטרונים תמסורת (TEM) שימש להמחשת דגימות שנאספו על רשת נחושת (400 רשת)28, כאשר קרן האלקטרונים עוברת דרך הקטע. עם זאת, בשל הטווח המוגבל של רשת הנחושת, אי אפשר לצלם באופן מלא פרוסות רציפות של אותו מדגם29. זה מסבך את המחקר של מבני המטרה במהלך הדמיה TEM. בנוסף, TEM מסתמך על משימות ידניות גוזלות זמן ומועדות לשגיאות, כולל חיתוך ואיסוף פרוסות מרובות והדמיה שלהן ברצף21, כך שהוא אינו מותאם לשחזורים אולטרה-מבניים של דגימות בנפח גדול23. כיום, שחזור ברזולוציה גבוהה של דימות דגימה בנפח גדול מושג באמצעות שימוש בציוד מיוחד, כגון מערך מצלמות TEM (TEMCA)30 או שתי מערכות TEMCA מהדור השני (TEMCA2)31, המאפשרות הדמיה אוטומטית בתפוקה גבוהה תוך זמן קצר. עם זאת, סוג זה של הדמיה אין את היתרון של להיות קל להשגה אוניברסלי בשל הדרישה ציוד מותאם אישית.

בהשוואה ל-TEM, השיטה ליצירה אוטומטית של אלפי תמונות נפחיות סדרתיות עבור אזורים גדולים בהתבסס על SEM 32,33 משפרת את היעילות והאמינות של הדמיה טורית ומספקת רזולוציות z גבוהות יותר34. לדוגמה, מיקרוסקופ אלקטרונים סורק בלוקים סדרתי (SBF-SEM) ומיקרוסקופ אלקטרונים לסריקת קרן יונים ממוקדת (FIB-SEM) אפשרו שניהם להשיג שחזור תלת-ממדי של אולטרה-מבנה במהירות גבוהה, יעילות ורזולוציה35,36. עם זאת, אין מנוס מכך שמשטח הבלוק מגולח מכנית על ידי סכין היהלום של SBF-SEM או על ידי כרסום עם קרן היונים הממוקדת של FIB-SEM33,37. בשל ההרסניות של שתי השיטות לדגימות, לא ניתן לשחזר שוב את אותו מבנה מטרה לניתוח נוסף38,39,40. בנוסף, מחקרים מעטים ניסו לשחזר את מבנה העל של אברונים תלת-ממדיים של תאים סרטניים באמצעות EM כדי לצפות בשינויים פתולוגיים12. מסיבות אלה, על מנת להבהיר עוד יותר את המנגנונים הפתולוגיים של תאים סרטניים, כגון תאי סרטן הלבלב, אנו מציעים טכנולוגיה חדשנית לשחזור תלת-ממדי של תמונות חתך סדרתי באמצעות אולטרה-מיקרוטום ומיקרוסקופ אלקטרונים סורק פליטת שדה (FE-SEM) לניתוח מבנה העל המיטוכונדריאלי ברמת הקריסטה; באמצעות טכנולוגיה זו ניתן לרכוש נתונים ברזולוציה גבוהה בשיטה יעילה ונגישה. את החלקים האולטרה-דקים הסדרתיים המיוצרים באמצעות אולטרה-מיקרוטום ניתן לאחסן באופן קבוע למחצה במארז רשת ולצלם מחדש מספר פעמים, גם לאחר מספר שנים41. FE-SEM מוערך מאוד ככלי בתחומי מחקר שונים בשל יכולתו לספק הדמיה ברזולוציה גבוהה, הגדלה גבוהה ורבגוניות42. בניסיון להציג את המבנה העדין של אברונים בתלת-ממד, הטכניקה לייצור ערימות תמונה דו-ממדיות סדרתיות ברזולוציה שימושית באמצעות אלקטרונים מפוזרים לאחור המיוצרים על ידי FE-SEM 43,44 יכולה לשמש גם להשגת הדמיה בתפוקה גבוהה ובקנה מידה רב של אזורי מטרה או מבנים הקשורים אליהם ללא ציוד מיוחד 45. יצירת תוצרי המטען משפיעה ישירות על איכות התמונות שנרכשו, ולכן חשוב במיוחד לשמור על זמן השהייה קצר.

לפיכך, המחקר הנוכחי מרחיב את ההליכים הניסיוניים המשמשים בטכניקת SEM זו כדי לשחזר את המבנה התלת-ממדי של cristaeמיטוכונדריאלי 46. באופן ספציפי, אנו מראים את התהליך שפותח להשגת סגמנטציה חצי-אוטומטית של אזורים מיטוכונדריאליים ודיגיטציה של השחזור התלת-ממדי באמצעות תוכנת Amira, הכוללת גם הכנת דגימות פרוסה באמצעות שיטת הכנת דגימות OTO קונבנציונלית44,47, השלמת איסוף החתכים באמצעות חיתוך אולטרה-מיקרוטומי, והשגת נתונים דו-ממדיים רציפים על ידי FE-SEM.

Protocol

1. הכנת החומר תרבית 2 x 106 תאי Panc02 ב 12 מ”ל של DMEM בינוני (10% סרום בקר עוברי ו 100 U / מ”ל של פניצילין-סטרפטומיצין), ולשמור על 37 ° C ו 95% לחות באטמוספירה של 5% פחמן דו חמצני ו 95% אוויר במשך 48 שעות. לאסוף תאי Panc02, צנטריפוגה ב 28 x גרם במשך 2 דקות, ולאחר מכן להשליך את supernatant. ודא כי הד…

Representative Results

במהלך תרבית תאים (איור 1A), חילקנו תחילה את תאי סרטן הלבלב לקבוצת ביקורת בתרבית עם מדיום תרבית שלם, קבוצה (1S,3R)-RSL348 (RSL3, מפעיל פרופטוזיס, 100 ננומטר), וקבוצת RSL3 (100 ננומטר) בתוספת פרוסטטין-149 (Fer-1, מעכב פרופטוזיס, 100 ננומטר). באמצעות שלבי הניסוי לעיל, מיקרוסק?…

Discussion

השיטה המוצגת כאן היא מדריך שימושי שלב אחר שלב ליישום טכניקת השחזור התלת-ממדי, הכוללת יישום מיקרוסקופ אלקטרונים וטכנולוגיית עיבוד תמונה לערימה וסגמנטציה של תמונות טומוגרפיות דו-ממדיות הנוצרות מקטעים אולטרה-דקים סדרתיים. פרוטוקול זה מדגיש מגבלה של תמונות דו-ממדיות שניתן לטפל בהן על ידי הד…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

מחקר זה נתמך על ידי מענקים של הקרן למדעי הטבע של מחוז ג’ג’יאנג (Z23H290001, LY19H280001); מענקי הקרן הלאומית למדעי הטבע של סין (82274364, 81673607 ו-81774011); וכן פרויקט מחקר רווחת הציבור של מענק המדע והטכנולוגיה של הוז’ו (2021GY49, 2018GZ24). אנו מעריכים את העזרה הרבה, התמיכה הטכנית והתמיכה הניסיונית מהפלטפורמה הציבורית של מרכז המחקר הרפואי, האקדמיה למדעי הרפואה הסינית, האוניברסיטה לרפואה סינית ג’ג’יאנג.

Materials

(1S,3R)-RSL3 MCE HY-100218A
Acetone SIGMA 179124
Amira Visage Imaging
Aspartic acid MCE HY-42068
Dulbecco's modified Eagle’s medium Gibco 11995115
Ethanol Merck 100983
Ferrostatin-1 MCE HY-100579
Fetal bovine serum Gibco 10437010
Field emission scanning electron microscope HITACHI SU8010
Glutaraldehyde Alfa Aesar A10500.22
Lead nitrate SANTA CRUZ sc-211724
Osmium Tetroxide SANTA CRUZ sc-206008B
Panc02 European Collection of Authenticated Cell Cultures  98102213
Penicillin-streptomycin Biosharp BL505A
Phosphate Buffered Saline Biosharp BL302A
Pon 812 Epoxy resin SPI CHEM GS02660
Potassium ferrocyanide Macklin P816416
Thiocarbohydrazide Merck 223220
Ultramicrotome LEICA EMUC7
Uranyl Acetate RHAWN R032929 2020.2
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gonidi, M., et al. Mitochondrial UCP4 and bcl-2 expression in imprints of breast carcinomas: Relationship with DNA ploidy and classical prognostic factors. Pathology, Research and Practice. 207 (6), 377-382 (2011).
  2. Youle, R. J., vander Bliek, A. M. Mitochondrial fission, fusion, and stress. Science. 337 (6098), 1062-1065 (2012).
  3. Dias, N., Bailly, C. Drugs targeting mitochondrial functions to control tumor cell growth. Biochemical Pharmacology. 70 (1), 1-12 (2005).
  4. Toshiyama, R., et al. Two cases of resectable pancreatic cancer diagnosed by open surgical biopsy after endoscopic ultrasound fine-needle aspiration failed to yield diagnosis: Case reports. Surgical Case Reports. 3 (1), 39 (2017).
  5. Hoffmann, M., et al. elegans ATAD-3 is essential for mitochondrial activity and development. PLoS One. 4 (10), e7644 (2009).
  6. Vincent, A. E., et al. The spectrum of mitochondrial ultrastructural defects in mitochondrial myopathy. Scientific Reports. 6, 30610 (2016).
  7. Strubbe-Rivera, J. O., et al. The mitochondrial permeability transition phenomenon elucidated by cryo-EM reveals the genuine impact of calcium overload on mitochondrial structure and function. Scientific Reports. 11 (1), 1037 (2021).
  8. Nagdas, S., et al. Drp1 promotes KRas-driven metabolic changes to drive pancreatic tumor growth. Cell Reports. 28 (7), 1845-1859 (2019).
  9. Sukhorukov, V. M., Bereiter-Hahn, J. Anomalous diffusion induced by cristae geometry in the inner mitochondrial membrane. PLoS One. 4 (2), e4604 (2009).
  10. Cogliati, S., et al. Mitochondrial cristae shape determines respiratory chain supercomplexes assembly and respiratory efficiency. Cell. 155 (1), 160-171 (2013).
  11. Shi, P., et al. Mechanical instability generated by myosin 19 contributes to mitochondria cristae architecture and OXPHOS. Nature Communications. 13 (1), 2673 (2022).
  12. Moscheni, C., et al. 3D quantitative and ultrastructural analysis of mitochondria in a model of doxorubicin sensitive and resistant human colon carcinoma cells. Cancers. 11 (9), 1254 (2019).
  13. Porporato, P. E., Filigheddu, N., Pedro, J. M. B., Kroemer, G., Galluzzi, L. Mitochondrial metabolism and cancer. Cell Research. 28 (3), 265-280 (2018).
  14. Sachse, M., Fernández de Castro, I., Tenorio, R., Risco, C. The viral replication organelles within cells studied by electron microscopy. Advances in Virus Research. 105, 1-33 (2019).
  15. Ohta, K., Hirashima, S., Miyazono, Y., Togo, A., Nakamura, K. I. Correlation of organelle dynamics between light microscopic live imaging and electron microscopic 3D architecture using FIB-SEM. Microscopy. 70 (2), 161-170 (2021).
  16. Wischnitzer, S. An electron microscope study of cytoplasmic organelle transformations in developing mouse oocytes. Wilhelm Roux’ Archiv fur Entwicklungsmechanik der Organismen. 166 (2), 150-172 (1970).
  17. Shomorony, A., et al. Combining quantitative 2D and 3D image analysis in the serial block face SEM: application to secretory organelles of pancreatic islet cells. Journal of Microscopy. 259 (2), 155-164 (2015).
  18. Mourier, A., Ruzzenente, B., Brandt, T., Kühlbrandt, W., Larsson, N. G. Loss of LRPPRC causes ATP synthase deficiency. Human Molecular Genetics. 23 (10), 2580-2592 (2014).
  19. Miyazono, Y., et al. Uncoupled mitochondria quickly shorten along their long axis to form indented spheroids, instead of rings, in a fission-independent manner. Scientific Reports. 8 (1), 350 (2018).
  20. Cremers, A. F., Schepman, A. M., Visser, M. P., Mellema, J. E. An analysis of the contracted sheath structure of bacteriophage Mu. European Journal of Biochemistry. 80 (2), 393-400 (1977).
  21. Titze, B., Genoud, C. Volume scanning electron microscopy for imaging biological ultrastructure. Biology of the Cell. 108 (11), 307-323 (2016).
  22. Kubota, Y., Sohn, J., Kawaguchi, Y. Large volume electron microscopy and neural microcircuit analysis. Frontiers in Neural Circuits. 12, 98 (2018).
  23. Horstmann, H., Körber, C., Sätzler, K., Aydin, D., Kuner, T. Serial section scanning electron microscopy (S3EM) on silicon wafers for ultra-structural volume imaging of cells and tissues. PLoS One. 7 (4), e35172 (2012).
  24. Lucas, M. S., Günthert, M., Gasser, P., Lucas, F., Wepf, R. Bridging microscopes: 3D correlative light and scanning electron microscopy of complex biological structures. Methods in Cell Biology. 111, 325-356 (2012).
  25. Kittelmann, M. 3D electron microscopy of the ER. Methods in Molecular Biology. 1691, 15-21 (2018).
  26. Müller-Reichert, T., Kiewisz, R., Redemann, S. Mitotic spindles revisited – New insights from 3D electron microscopy. Journal of Cell Science. 131 (3), 211383 (2018).
  27. Russell, M. R., et al. 3D correlative light and electron microscopy of cultured cells using serial blockface scanning electron microscopy. Journal of Cell Science. 130 (1), 278-291 (2017).
  28. Geys, J., et al. Acute toxicity and prothrombotic effects of quantum dots: Impact of surface charge. Environmental Health Perspectives. 116 (12), 1607-1613 (2008).
  29. Luckner, M., Wanner, G. From light microscopy to analytical scanning electron microscopy (SEM) and focused ion beam (FIB)/SEM in biology: Fixed coordinates, flat embedding, absolute references. Microscopy and Microanalysis. 24 (5), 526-544 (2018).
  30. Phelps, J. S., et al. Reconstruction of motor control circuits in adult Drosophila using automated transmission electron microscopy. Cell. 184 (3), 759-774 (2021).
  31. Zheng, Z., et al. A complete electron microscopy volume of the brain of adult Drosophila melanogaster. Cell. 174 (3), 730-743 (2018).
  32. Zechmann, B., Möstl, S., Zellnig, G. Volumetric 3D reconstruction of plant leaf cells using SEM, ion milling, TEM, and serial sectioning. Planta. 255 (6), 118 (2022).
  33. Laws, R., Steel, D. H., Rajan, N. Research techniques made simple: Volume scanning electron microscopy. The Journal of Investigative Dermatology. 142 (2), 265-271 (2022).
  34. Lippens, S., Kremer, A., Borghgraef, P., Guérin, C. J. Serial block face-scanning electron microscopy for volume electron microscopy. Methods in Cell Biology. 152, 69-85 (2019).
  35. Schneider, J. P., Hegermann, J., Wrede, C. Volume electron microscopy: Analyzing the lung. Histochemistry and Cell Biology. 155 (2), 241-260 (2021).
  36. Lewis, P. N., Young, R. D., Souza, R. B., Quantock, A. J., Meek, K. M. Contrast-enhanced tissue processing of fibrillin-rich elastic fibres for 3D visualization by volume scanning electron microscopy. Methods and Protocols. 4 (3), 56 (2021).
  37. Briggman, K. L., Bock, D. D. Volume electron microscopy for neuronal circuit reconstruction. Current Opinion in Neurobiology. 22 (1), 154-161 (2012).
  38. Peddie, C. J., Collinson, L. M. Exploring the third dimension: Volume electron microscopy comes of age. Micron. 61, 9-19 (2014).
  39. Wacker, I., et al. Hierarchical imaging: A new concept for targeted imaging of large volumes from cells to tissues. BMC Cell Biology. 17 (1), 38 (2016).
  40. Koga, D., Kusumi, S., Shibata, M., Watanabe, T. Applications of scanning electron microscopy using secondary and backscattered electron signals in neural structure. Frontiers in Neuroanatomy. 15, 759804 (2021).
  41. Parajuli, L. K., Koike, M. Three-dimensional structure of dendritic spines revealed by volume electron microscopy techniques. Frontiers in Neuroanatomy. 15, 627368 (2021).
  42. Suga, M., et al. Recent progress in scanning electron microscopy for the characterization of fine structural details of nano materials. Progress in Solid State Chemistry. 42 (1-2), 1-21 (2014).
  43. Koga, D., Ushiki, T., Watanabe, T. Novel scanning electron microscopy methods for analyzing the 3D structure of the Golgi apparatus. Anatomical Science International. 92 (1), 37-49 (2017).
  44. Tapia, J. C., et al. High-contrast en bloc staining of neuronal tissue for field emission scanning electron microscopy. Nature Protocols. 7 (2), 193-206 (2012).
  45. Koga, D., Kusumi, S., Ushiki, T. Three-dimensional shape of the Golgi apparatus in different cell types: serial section scanning electron microscopy of the osmium-impregnated Golgi apparatus. Microscopy. 65 (2), 145-157 (2016).
  46. Son, R., et al. Morphomics via next-generation electron microscopy. arXiv. 2111, 14373 (2021).
  47. Lewczuk, B., Szyryńska, N. Field-emission scanning electron microscope as a tool for large-area and large-volume ultrastructural studies. Animals. 11 (12), 3390 (2021).
  48. Shin, D., Kim, E. H., Lee, J., Roh, J. L. Nrf2 inhibition reverses resistance to GPX4 inhibitor-induced ferroptosis in head and neck cancer. Free Radical Biology & Medicine. 129, 454-462 (2018).
  49. Skouta, R., et al. Ferrostatins inhibit oxidative lipid damage and cell death in diverse disease models. Journal of the American Chemical Society. 136 (12), 4551-4556 (2014).
  50. Heinen-Weiler, J., et al. Superiority of focused ion beam-scanning electron microscope tomography of cardiomyocytes over standard 2D analyses highlighted by unmasking mitochondrial heterogeneity. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 12 (4), 933-954 (2021).
  51. Randles, M. J., et al. Three-dimensional electron microscopy reveals the evolution of glomerular barrier injury. Scientific Reports. 6, 35068 (2016).
  52. Vincent, A. E., et al. Quantitative 3D mapping of the human skeletal muscle mitochondrial network. Cell Reports. 27 (1), 321 (2019).
  53. Oh, S. J., Ikeda, M., Ide, T., Hur, K. Y., Lee, M. S. Mitochondrial event as an ultimate step in ferroptosis. Cell Death Discovery. 8 (1), 414 (2022).
  54. Jang, S., et al. Elucidating the contribution of mitochondrial glutathione to ferroptosis in cardiomyocytes. Redox Biology. 45, 102021 (2021).
  55. Sui, X., et al. RSL3 Drives ferroptosis through GPX4 inactivation and ROS production in colorectal cancer. Frontiers in Pharmacology. 9, 1371 (2018).
  56. Jelinek, A., et al. Mitochondrial rescue prevents glutathione peroxidase-dependent ferroptosis. Free Radical Biology & Medicine. 117, 45-57 (2018).
  57. Rennie, M. Y., Gahan, C. G., López, C. S., Thornburg, K. L., Rugonyi, S. 3D imaging of the early embryonic chicken heart with focused ion beam scanning electron microscopy. Microscopy and Microanalysis. 20 (4), 1111-1119 (2014).
  58. Garza-Lopez, E., et al. Protocols for generating surfaces and measuring 3D organelle morphology using Amira. Cells. 11 (1), 65 (2021).
  59. Shi, Y., Wang, L., Zhang, J., Zhai, Y., Sun, F. Determining the target protein localization in 3D using the combination of FIB-SEM and APEX2. Biophysics Reports. 3 (4), 92-99 (2017).
  60. Thomas, C. I., et al. Targeting functionally characterized synaptic architecture using inherent fiducials and 3D correlative microscopy. Microscopy and Microanalysis. 27 (1), 156-169 (2021).
  61. Friedman, P. L., Ellisman, M. H. Enhanced visualization of peripheral nerve and sensory receptors in the scanning electron microscope using cryofracture and osmium-thiocarbohydrazide-osmium impregnation. Journal of Neurocytology. 10 (1), 111-131 (1981).
  62. Oho, E., Suzuki, K., Yamazaki, S. Applying fast scanning method coupled with digital image processing technology as standard acquisition mode for scanning electron microscopy. Scanning. 2020, 4979431 (2020).
  63. Belevich, I., Joensuu, M., Kumar, D., Vihinen, H., Jokitalo, E. Microscopy image browser: A platform for segmentation and analysis of multidimensional datasets. PLoS Biology. 14 (1), e1002340 (2016).
  64. Trebichalská, Z., et al. High-resolution 3D reconstruction of human oocytes using focused ion beam scanning electron microscopy. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 755740 (2021).
  65. Wei, D., et al. High-resolution three-dimensional reconstruction of a whole yeast cell using focused-ion beam scanning electron microscopy. BioTechniques. 53 (1), 41-48 (2012).
  66. Xu, C. S., et al. Enhanced FIB-SEM systems for large-volume 3D imaging. eLife. 6, 25916 (2017).
  67. Zhu, T., et al. Live cell mitochondrial 3-dimensional dynamic ultrastructures under oxidative phosphorylation revealed by a Pyridine-BODIPY probe. Biosensors & Bioelectronics. 178, 113036 (2021).
  68. Yang, X., et al. Mitochondrial dynamics quantitatively revealed by STED nanoscopy with an enhanced squaraine variant probe. Nature Communications. 11 (1), 3699 (2020).
  69. Vicidomini, G., Bianchini, P., Diaspro, A. STED super-resolved microscopy. Nature Methods. 15 (3), 173-182 (2018).
  70. Theurey, P., et al. Mitochondria-associated endoplasmic reticulum membranes allow adaptation of mitochondrial metabolism to glucose availability in the liver. Journal of Molecular Cell Biology. 8 (2), 129-143 (2016).
  71. Stoica, R., et al. ER-mitochondria associations are regulated by the VAPB-PTPIP51 interaction and are disrupted by ALS/FTD-associated TDP-43. Nature Communications. 5, 3996 (2014).
  72. Bruno, S. R., Anathy, V. Lung epithelial endoplasmic reticulum and mitochondrial 3D ultrastructure: a new frontier in lung diseases. Histochemistry and Cell Biology. 155 (2), 291-300 (2021).
  73. Park, S. J., Schertel, A., Lee, K. E., Han, S. S. Ultra-structural analysis of the brain in a Drosophila model of Alzheimer’s disease using FIB/SEM microscopy. Microscopy. 63 (1), 3-13 (2014).
  74. Torkamani, N., et al. Three dimensional glomerular reconstruction: A novel approach to evaluate renal microanatomy in diabetic kidney disease. Scientific Reports. 9 (1), 1829 (2019).

Tags

Keywords: 3D ReconstructionElectron MicroscopyUltrastructureMitochondriaPancreatic CancerOrganelle MorphologyOTO MethodSerial SectioningVisualization
check_url/fr/65290?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Qi, Y., Liu, Y., Huang, Y., Xiong, M., You, S., Wang, B., Gu, M. A Three-Dimensional Technique for the Visualization of Mitochondrial Ultrastructural Changes in Pancreatic Cancer Cells. J. Vis. Exp. (196), e65290, doi:10.3791/65290 (2023).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image