Summary

En tredimensionell teknik för visualisering av mitokondriella ultrastrukturella förändringar i bukspottskörtelcancerceller

Published: June 23, 2023
doi:

Summary

Detta protokoll beskriver hur man rekonstruerar mitokondriella cristae för att uppnå 3D-avbildning med hög noggrannhet, hög upplösning och hög genomströmning.

Abstract

Att förstå de dynamiska egenskaperna hos cellorganellens ultrastruktur, som inte bara är rik på okänd information utan också sofistikerad ur ett tredimensionellt (3D) perspektiv, är avgörande för mekanistiska studier. Elektronmikroskopi (EM) erbjuder bra bilddjup och möjliggör rekonstruktion av högupplösta bildstaplar för att undersöka den ultrastrukturella morfologin hos cellulära organeller även på nanometerskala; därför blir 3D-rekonstruktion allt viktigare på grund av dess ojämförliga fördelar. Svepelektronmikroskopi (SEM) ger en bildinsamlingsteknik med hög genomströmning som gör det möjligt att rekonstruera stora strukturer i 3D från samma intresseområde i på varandra följande skivor. Därför blir tillämpningen av SEM i storskalig 3D-rekonstruktion för att återställa den sanna 3D-ultrastrukturen hos organeller allt vanligare. I detta protokoll föreslår vi en kombination av seriell ultratunn sektion och 3D-rekonstruktionstekniker för att studera mitokondriella cristae i bukspottskörtelcancerceller. Detaljerna om hur dessa tekniker utförs beskrivs i detta protokoll steg för steg, inklusive osmium-tiokarbohydrazid-osmiummetoden (OTO), den seriella ultratunna sektionsavbildningen och visualiseringsdisplayen.

Introduction

Mitokondrier är en av de viktigaste organellerna i cellen. De fungerar som det centrala navet för cellulär bioenergetik och metabolism 1,2 och spelar en avgörande roll i cancer3. Bukspottkörtelcancer (PC) är en av de svåraste cancerformerna4 att behandla på grund av dess snabba spridning och höga dödlighet. Mitokondriell dysfunktion, som främst orsakas av förändringar i mitokondriell morfologi 3,5,6,7, har kopplats till de sjukdomsmekanismer som ligger till grund för PC8. Mitokondrier är också mycket dynamiska, vilket återspeglas av de frekventa och dynamiska förändringarna i deras nätverksanslutning och cristae-struktur9. Omformningen av cristae-strukturen kan direkt påverka mitokondriell funktion och cellulärt tillstånd10,11, som förändras signifikant under tumörcelltillväxt, metastaser och tumörmikromiljöförändringar12,13.

Under de senaste åren har forskare studerat denna organell med EM-observation14,15,16,17; Till exempel har forskare analyserat mitokondriell dynamik med hjälp av 3D-rekonstruktionstekniker 6,7,18,19. Det allmänna konceptet och metoden för 3D-rekonstruktion av elektronmikroskopibilder etablerades formellt redan 196820 och involverade att kombinera elektronmikroskopi, elektrondiffraktion och datorbildbehandling för att rekonstruera T4-fagsvansen. Hittills har elektronmikroskopi 3D-avbildningsteknik gjort betydande framsteg när det gäller bildupplösning 21, automatiseringsgrad 22 och bearbetningsvolym23 och har använts i allt bredare skala inom biologisk forskning, från vävnadsnivå till organellultrastrukturnivå på nanometerskala24. Under de senaste åren har elektronmikroskopi 3D-avbildning också blivit en lovande teknik för ett brett spektrum av applikationer25,26,27.

Den växande uppmärksamheten på mitokondriella kristor illustrerar särskilt de väsentliga kraven för ultrastrukturell volymavbildning. Transmissionselektronmikroskopi (TEM) har använts för att visualisera prover som samlats in på ett kopparnät (400 mesh)28, med elektronstrålen som passerar genom sektionen. På grund av kopparnätets begränsade räckvidd är det emellertid omöjligt att helt avbilda kontinuerliga skivor av samma prov29. Detta komplicerar studiet av målstrukturer under TEM-avbildning. Dessutom förlitar sig TEM på tidskrävande och felbenägna manuella uppgifter, inklusive skärning och insamling av flera skivor och avbildning av dem sekventiellt21, så det är inte anpassat för ultrastrukturella rekonstruktioner av stora volymprover23. För närvarande uppnås högupplöst rekonstruktion av provavbildning i stora volymer genom användning av specialutrustning, såsom TEMCA-kameramatrisen (TEMCA)30 eller två andra generationens TEMCA-system (TEMCA2)31, som möjliggör automatiserad avbildning med hög genomströmning på kort tid. Denna typ av avbildning har dock inte fördelen att den är lätt att få och universell på grund av kravet på anpassad utrustning.

Jämfört med TEM förbättrar metoden för att automatiskt generera tusentals seriella volymetriska bilder för stora områden baserat på SEM 32,33 effektiviteten och tillförlitligheten hos seriell avbildning och ger högre z-upplösningar34. Till exempel har seriell block-face scanning elektronmikroskopi (SBF-SEM) och fokuserad jonstråleskanningselektronmikroskopi (FIB-SEM) båda gjort det möjligt att uppnå 3D-rekonstruktion av ultrastruktur med hög hastighet, effektivitet och upplösning35,36. Det är emellertid oundvikligt att blockytan rakas mekaniskt av SBF-SEM:s diamantkniv eller genom fräsning med den fokuserade jonstrålen på FIB-SEM33,37. På grund av de två metodernas destruktivitet för proverna är det inte möjligt att rekonstruera samma målstruktur igen för vidare analys38,39,40. Dessutom har få studier försökt rekonstruera 3D-organellens ultrastruktur av cancerceller med hjälp av EM för att observera patologiska förändringar12. Av dessa skäl, för att ytterligare belysa de patologiska mekanismerna hos cancerceller, såsom bukspottskörtelcancerceller, föreslår vi en ny teknik för 3D-rekonstruktion av seriella sektionsbilder med hjälp av en ultramikrotom och ett fältemissionsskanningselektronmikroskop (FE-SEM) för att analysera mitokondriell ultrastruktur på cristae-nivå; Med denna teknik kan högupplösta data förvärvas med en effektiv och tillgänglig metod. De seriella ultratunna sektionerna gjorda med hjälp av en ultramikrotom kan lagras semi-permanent i ett rutnätfodral och reimaged flera gånger, även efter flera år41. FE-SEM värderas högt som ett verktyg inom olika forskningsområden på grund av dess förmåga att tillhandahålla högupplöst bildbehandling, hög förstoring och mångsidighet42. I ett försök att visa organellernas fina struktur i 3D kan tekniken för att producera seriella 2D-bildstaplar med användbar upplösning med hjälp av bakåtspridda elektroner producerade av FE-SEM 43,44 också användas för att uppnå hög genomströmning och flerskalig avbildning av målregioner eller deras associerade strukturer utan specialutrustning 45. Genereringen av laddningsartefakter påverkar direkt kvaliteten på de förvärvade bilderna, så det är särskilt viktigt att hålla uppehållstiden kort.

Således utarbetar föreliggande studie de experimentella procedurerna som används i denna SEM-teknik för att rekonstruera 3D-strukturen hos mitokondriella cristae46. Specifikt visar vi processen som utvecklats för att uppnå den halvautomatiska segmenteringen av mitokondriella regioner och digitalisera 3D-rekonstruktionen med hjälp av Amira-programvaran, vilket också innebär att man gör skivprover med den konventionella OTO-provberedningsmetoden44,47, slutför sektionssamlingen med ultramikrotomskivning och förvärvar sekventiell 2D-data med FE-SEM.

Protocol

1. Förberedelse av material Odla 2 x 106 Panc02-celler i 12 ml DMEM-medium (10% fetalt bovint serum och 100 U / ml penicillin-streptomycin) och behåll vid 37 ° C och 95% luftfuktighet i en atmosfär med 5% koldioxid och 95% luft i 48 timmar. Samla Panc02-celler, centrifugera vid 28 x g i 2 minuter och kassera sedan supernatanten. Se till att provet är av lämplig storlek (1 x 107 celler), eftersom annars kommer följande fixerings- och uttorkningsste…

Representative Results

Under cellodling (figur 1A) delade vi först bukspottkörtelcancercellerna i en kontrollgrupp odlad med komplett odlingsmedium, en (1S,3R)-RSL348 (RSL3, en ferroptosaktivator, 100 nM) grupp och en RSL3 (100 nM) plus ferrostatin-149 (Fer-1, en ferroptoshämmare, 100 nM) grupp. Genom ovanstående experimentella steg förvärvade svepelektronmikroskopet 38 (kompletterande figur 1), 43 (kompletterande figur 2) och 44 (kompl…

Discussion

Metoden som presenteras här är en användbar steg-för-steg-guide för att tillämpa 3D-rekonstruktionstekniken, vilket innebär att elektronmikroskopi och bildbehandlingsteknik tillämpas på stapling och segmentering av 2D-tomografiska bilder genererade från seriella ultratunna sektioner. Detta protokoll belyser en begränsning av 2D-bilder som kan hanteras genom 3D-visualisering av organellens ultrastruktur, vilket har fördelarna med stark reproducerbarhet av strukturerna vid en hög upplösningsnivå och högre n…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denna forskning stöddes av Natural Science Foundation of Zhejiang Province bidrag (Z23H290001, LY19H280001); National Natural Science Foundation of China beviljar (82274364, 81673607 och 81774011); samt det offentliga välfärdsforskningsprojektet för Huzhou Science and Technology Grant (2021GY49, 2018GZ24). Vi uppskattar den stora hjälpen, teknisk support och experimentellt stöd från Public Platform of Medical Research Center, Academy of Chinese Medical Science, Zhejiang Chinese Medical University.

Materials

(1S,3R)-RSL3 MCE HY-100218A
Acetone SIGMA 179124
Amira Visage Imaging
Aspartic acid MCE HY-42068
Dulbecco's modified Eagle’s medium Gibco 11995115
Ethanol Merck 100983
Ferrostatin-1 MCE HY-100579
Fetal bovine serum Gibco 10437010
Field emission scanning electron microscope HITACHI SU8010
Glutaraldehyde Alfa Aesar A10500.22
Lead nitrate SANTA CRUZ sc-211724
Osmium Tetroxide SANTA CRUZ sc-206008B
Panc02 European Collection of Authenticated Cell Cultures  98102213
Penicillin-streptomycin Biosharp BL505A
Phosphate Buffered Saline Biosharp BL302A
Pon 812 Epoxy resin SPI CHEM GS02660
Potassium ferrocyanide Macklin P816416
Thiocarbohydrazide Merck 223220
Ultramicrotome LEICA EMUC7
Uranyl Acetate RHAWN R032929 2020.2

References

  1. Gonidi, M., et al. Mitochondrial UCP4 and bcl-2 expression in imprints of breast carcinomas: Relationship with DNA ploidy and classical prognostic factors. Pathology, Research and Practice. 207 (6), 377-382 (2011).
  2. Youle, R. J., vander Bliek, A. M. Mitochondrial fission, fusion, and stress. Science. 337 (6098), 1062-1065 (2012).
  3. Dias, N., Bailly, C. Drugs targeting mitochondrial functions to control tumor cell growth. Biochemical Pharmacology. 70 (1), 1-12 (2005).
  4. Toshiyama, R., et al. Two cases of resectable pancreatic cancer diagnosed by open surgical biopsy after endoscopic ultrasound fine-needle aspiration failed to yield diagnosis: Case reports. Surgical Case Reports. 3 (1), 39 (2017).
  5. Hoffmann, M., et al. elegans ATAD-3 is essential for mitochondrial activity and development. PLoS One. 4 (10), e7644 (2009).
  6. Vincent, A. E., et al. The spectrum of mitochondrial ultrastructural defects in mitochondrial myopathy. Scientific Reports. 6, 30610 (2016).
  7. Strubbe-Rivera, J. O., et al. The mitochondrial permeability transition phenomenon elucidated by cryo-EM reveals the genuine impact of calcium overload on mitochondrial structure and function. Scientific Reports. 11 (1), 1037 (2021).
  8. Nagdas, S., et al. Drp1 promotes KRas-driven metabolic changes to drive pancreatic tumor growth. Cell Reports. 28 (7), 1845-1859 (2019).
  9. Sukhorukov, V. M., Bereiter-Hahn, J. Anomalous diffusion induced by cristae geometry in the inner mitochondrial membrane. PLoS One. 4 (2), e4604 (2009).
  10. Cogliati, S., et al. Mitochondrial cristae shape determines respiratory chain supercomplexes assembly and respiratory efficiency. Cell. 155 (1), 160-171 (2013).
  11. Shi, P., et al. Mechanical instability generated by myosin 19 contributes to mitochondria cristae architecture and OXPHOS. Nature Communications. 13 (1), 2673 (2022).
  12. Moscheni, C., et al. 3D quantitative and ultrastructural analysis of mitochondria in a model of doxorubicin sensitive and resistant human colon carcinoma cells. Cancers. 11 (9), 1254 (2019).
  13. Porporato, P. E., Filigheddu, N., Pedro, J. M. B., Kroemer, G., Galluzzi, L. Mitochondrial metabolism and cancer. Cell Research. 28 (3), 265-280 (2018).
  14. Sachse, M., Fernández de Castro, I., Tenorio, R., Risco, C. The viral replication organelles within cells studied by electron microscopy. Advances in Virus Research. 105, 1-33 (2019).
  15. Ohta, K., Hirashima, S., Miyazono, Y., Togo, A., Nakamura, K. I. Correlation of organelle dynamics between light microscopic live imaging and electron microscopic 3D architecture using FIB-SEM. Microscopy. 70 (2), 161-170 (2021).
  16. Wischnitzer, S. An electron microscope study of cytoplasmic organelle transformations in developing mouse oocytes. Wilhelm Roux’ Archiv fur Entwicklungsmechanik der Organismen. 166 (2), 150-172 (1970).
  17. Shomorony, A., et al. Combining quantitative 2D and 3D image analysis in the serial block face SEM: application to secretory organelles of pancreatic islet cells. Journal of Microscopy. 259 (2), 155-164 (2015).
  18. Mourier, A., Ruzzenente, B., Brandt, T., Kühlbrandt, W., Larsson, N. G. Loss of LRPPRC causes ATP synthase deficiency. Human Molecular Genetics. 23 (10), 2580-2592 (2014).
  19. Miyazono, Y., et al. Uncoupled mitochondria quickly shorten along their long axis to form indented spheroids, instead of rings, in a fission-independent manner. Scientific Reports. 8 (1), 350 (2018).
  20. Cremers, A. F., Schepman, A. M., Visser, M. P., Mellema, J. E. An analysis of the contracted sheath structure of bacteriophage Mu. European Journal of Biochemistry. 80 (2), 393-400 (1977).
  21. Titze, B., Genoud, C. Volume scanning electron microscopy for imaging biological ultrastructure. Biology of the Cell. 108 (11), 307-323 (2016).
  22. Kubota, Y., Sohn, J., Kawaguchi, Y. Large volume electron microscopy and neural microcircuit analysis. Frontiers in Neural Circuits. 12, 98 (2018).
  23. Horstmann, H., Körber, C., Sätzler, K., Aydin, D., Kuner, T. Serial section scanning electron microscopy (S3EM) on silicon wafers for ultra-structural volume imaging of cells and tissues. PLoS One. 7 (4), e35172 (2012).
  24. Lucas, M. S., Günthert, M., Gasser, P., Lucas, F., Wepf, R. Bridging microscopes: 3D correlative light and scanning electron microscopy of complex biological structures. Methods in Cell Biology. 111, 325-356 (2012).
  25. Kittelmann, M. 3D electron microscopy of the ER. Methods in Molecular Biology. 1691, 15-21 (2018).
  26. Müller-Reichert, T., Kiewisz, R., Redemann, S. Mitotic spindles revisited – New insights from 3D electron microscopy. Journal of Cell Science. 131 (3), 211383 (2018).
  27. Russell, M. R., et al. 3D correlative light and electron microscopy of cultured cells using serial blockface scanning electron microscopy. Journal of Cell Science. 130 (1), 278-291 (2017).
  28. Geys, J., et al. Acute toxicity and prothrombotic effects of quantum dots: Impact of surface charge. Environmental Health Perspectives. 116 (12), 1607-1613 (2008).
  29. Luckner, M., Wanner, G. From light microscopy to analytical scanning electron microscopy (SEM) and focused ion beam (FIB)/SEM in biology: Fixed coordinates, flat embedding, absolute references. Microscopy and Microanalysis. 24 (5), 526-544 (2018).
  30. Phelps, J. S., et al. Reconstruction of motor control circuits in adult Drosophila using automated transmission electron microscopy. Cell. 184 (3), 759-774 (2021).
  31. Zheng, Z., et al. A complete electron microscopy volume of the brain of adult Drosophila melanogaster. Cell. 174 (3), 730-743 (2018).
  32. Zechmann, B., Möstl, S., Zellnig, G. Volumetric 3D reconstruction of plant leaf cells using SEM, ion milling, TEM, and serial sectioning. Planta. 255 (6), 118 (2022).
  33. Laws, R., Steel, D. H., Rajan, N. Research techniques made simple: Volume scanning electron microscopy. The Journal of Investigative Dermatology. 142 (2), 265-271 (2022).
  34. Lippens, S., Kremer, A., Borghgraef, P., Guérin, C. J. Serial block face-scanning electron microscopy for volume electron microscopy. Methods in Cell Biology. 152, 69-85 (2019).
  35. Schneider, J. P., Hegermann, J., Wrede, C. Volume electron microscopy: Analyzing the lung. Histochemistry and Cell Biology. 155 (2), 241-260 (2021).
  36. Lewis, P. N., Young, R. D., Souza, R. B., Quantock, A. J., Meek, K. M. Contrast-enhanced tissue processing of fibrillin-rich elastic fibres for 3D visualization by volume scanning electron microscopy. Methods and Protocols. 4 (3), 56 (2021).
  37. Briggman, K. L., Bock, D. D. Volume electron microscopy for neuronal circuit reconstruction. Current Opinion in Neurobiology. 22 (1), 154-161 (2012).
  38. Peddie, C. J., Collinson, L. M. Exploring the third dimension: Volume electron microscopy comes of age. Micron. 61, 9-19 (2014).
  39. Wacker, I., et al. Hierarchical imaging: A new concept for targeted imaging of large volumes from cells to tissues. BMC Cell Biology. 17 (1), 38 (2016).
  40. Koga, D., Kusumi, S., Shibata, M., Watanabe, T. Applications of scanning electron microscopy using secondary and backscattered electron signals in neural structure. Frontiers in Neuroanatomy. 15, 759804 (2021).
  41. Parajuli, L. K., Koike, M. Three-dimensional structure of dendritic spines revealed by volume electron microscopy techniques. Frontiers in Neuroanatomy. 15, 627368 (2021).
  42. Suga, M., et al. Recent progress in scanning electron microscopy for the characterization of fine structural details of nano materials. Progress in Solid State Chemistry. 42 (1-2), 1-21 (2014).
  43. Koga, D., Ushiki, T., Watanabe, T. Novel scanning electron microscopy methods for analyzing the 3D structure of the Golgi apparatus. Anatomical Science International. 92 (1), 37-49 (2017).
  44. Tapia, J. C., et al. High-contrast en bloc staining of neuronal tissue for field emission scanning electron microscopy. Nature Protocols. 7 (2), 193-206 (2012).
  45. Koga, D., Kusumi, S., Ushiki, T. Three-dimensional shape of the Golgi apparatus in different cell types: serial section scanning electron microscopy of the osmium-impregnated Golgi apparatus. Microscopy. 65 (2), 145-157 (2016).
  46. Son, R., et al. Morphomics via next-generation electron microscopy. arXiv. 2111, 14373 (2021).
  47. Lewczuk, B., Szyryńska, N. Field-emission scanning electron microscope as a tool for large-area and large-volume ultrastructural studies. Animals. 11 (12), 3390 (2021).
  48. Shin, D., Kim, E. H., Lee, J., Roh, J. L. Nrf2 inhibition reverses resistance to GPX4 inhibitor-induced ferroptosis in head and neck cancer. Free Radical Biology & Medicine. 129, 454-462 (2018).
  49. Skouta, R., et al. Ferrostatins inhibit oxidative lipid damage and cell death in diverse disease models. Journal of the American Chemical Society. 136 (12), 4551-4556 (2014).
  50. Heinen-Weiler, J., et al. Superiority of focused ion beam-scanning electron microscope tomography of cardiomyocytes over standard 2D analyses highlighted by unmasking mitochondrial heterogeneity. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 12 (4), 933-954 (2021).
  51. Randles, M. J., et al. Three-dimensional electron microscopy reveals the evolution of glomerular barrier injury. Scientific Reports. 6, 35068 (2016).
  52. Vincent, A. E., et al. Quantitative 3D mapping of the human skeletal muscle mitochondrial network. Cell Reports. 27 (1), 321 (2019).
  53. Oh, S. J., Ikeda, M., Ide, T., Hur, K. Y., Lee, M. S. Mitochondrial event as an ultimate step in ferroptosis. Cell Death Discovery. 8 (1), 414 (2022).
  54. Jang, S., et al. Elucidating the contribution of mitochondrial glutathione to ferroptosis in cardiomyocytes. Redox Biology. 45, 102021 (2021).
  55. Sui, X., et al. RSL3 Drives ferroptosis through GPX4 inactivation and ROS production in colorectal cancer. Frontiers in Pharmacology. 9, 1371 (2018).
  56. Jelinek, A., et al. Mitochondrial rescue prevents glutathione peroxidase-dependent ferroptosis. Free Radical Biology & Medicine. 117, 45-57 (2018).
  57. Rennie, M. Y., Gahan, C. G., López, C. S., Thornburg, K. L., Rugonyi, S. 3D imaging of the early embryonic chicken heart with focused ion beam scanning electron microscopy. Microscopy and Microanalysis. 20 (4), 1111-1119 (2014).
  58. Garza-Lopez, E., et al. Protocols for generating surfaces and measuring 3D organelle morphology using Amira. Cells. 11 (1), 65 (2021).
  59. Shi, Y., Wang, L., Zhang, J., Zhai, Y., Sun, F. Determining the target protein localization in 3D using the combination of FIB-SEM and APEX2. Biophysics Reports. 3 (4), 92-99 (2017).
  60. Thomas, C. I., et al. Targeting functionally characterized synaptic architecture using inherent fiducials and 3D correlative microscopy. Microscopy and Microanalysis. 27 (1), 156-169 (2021).
  61. Friedman, P. L., Ellisman, M. H. Enhanced visualization of peripheral nerve and sensory receptors in the scanning electron microscope using cryofracture and osmium-thiocarbohydrazide-osmium impregnation. Journal of Neurocytology. 10 (1), 111-131 (1981).
  62. Oho, E., Suzuki, K., Yamazaki, S. Applying fast scanning method coupled with digital image processing technology as standard acquisition mode for scanning electron microscopy. Scanning. 2020, 4979431 (2020).
  63. Belevich, I., Joensuu, M., Kumar, D., Vihinen, H., Jokitalo, E. Microscopy image browser: A platform for segmentation and analysis of multidimensional datasets. PLoS Biology. 14 (1), e1002340 (2016).
  64. Trebichalská, Z., et al. High-resolution 3D reconstruction of human oocytes using focused ion beam scanning electron microscopy. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 755740 (2021).
  65. Wei, D., et al. High-resolution three-dimensional reconstruction of a whole yeast cell using focused-ion beam scanning electron microscopy. BioTechniques. 53 (1), 41-48 (2012).
  66. Xu, C. S., et al. Enhanced FIB-SEM systems for large-volume 3D imaging. eLife. 6, 25916 (2017).
  67. Zhu, T., et al. Live cell mitochondrial 3-dimensional dynamic ultrastructures under oxidative phosphorylation revealed by a Pyridine-BODIPY probe. Biosensors & Bioelectronics. 178, 113036 (2021).
  68. Yang, X., et al. Mitochondrial dynamics quantitatively revealed by STED nanoscopy with an enhanced squaraine variant probe. Nature Communications. 11 (1), 3699 (2020).
  69. Vicidomini, G., Bianchini, P., Diaspro, A. STED super-resolved microscopy. Nature Methods. 15 (3), 173-182 (2018).
  70. Theurey, P., et al. Mitochondria-associated endoplasmic reticulum membranes allow adaptation of mitochondrial metabolism to glucose availability in the liver. Journal of Molecular Cell Biology. 8 (2), 129-143 (2016).
  71. Stoica, R., et al. ER-mitochondria associations are regulated by the VAPB-PTPIP51 interaction and are disrupted by ALS/FTD-associated TDP-43. Nature Communications. 5, 3996 (2014).
  72. Bruno, S. R., Anathy, V. Lung epithelial endoplasmic reticulum and mitochondrial 3D ultrastructure: a new frontier in lung diseases. Histochemistry and Cell Biology. 155 (2), 291-300 (2021).
  73. Park, S. J., Schertel, A., Lee, K. E., Han, S. S. Ultra-structural analysis of the brain in a Drosophila model of Alzheimer’s disease using FIB/SEM microscopy. Microscopy. 63 (1), 3-13 (2014).
  74. Torkamani, N., et al. Three dimensional glomerular reconstruction: A novel approach to evaluate renal microanatomy in diabetic kidney disease. Scientific Reports. 9 (1), 1829 (2019).
check_url/fr/65290?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Qi, Y., Liu, Y., Huang, Y., Xiong, M., You, S., Wang, B., Gu, M. A Three-Dimensional Technique for the Visualization of Mitochondrial Ultrastructural Changes in Pancreatic Cancer Cells. J. Vis. Exp. (196), e65290, doi:10.3791/65290 (2023).

View Video