Entraînement en résistance ajusté en fonction de la posologie chez les souris présentant un risque réduit de lésions musculaires

Ce protocole est l’une des premières études qui permet aux scientifiques d’effectuer un entraînement de résistance ajusté à la dose chez la souris similaire à la façon dont il est effectué chez l’homme. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet aux enquêteurs d’ajuster avec précision la résistance contre laquelle les muscles tibiaux antérieurs de la souris doivent travailler pendant l’entraînement en résistance. De plus, étant donné que les contractions musculaires sont excentriquement biaisées, il y a moins de risques de lésion musculaire induite par la contraction.

Notre technique d’entraînement en résistance ajustée au dosage peut être incorporée dans des études fondamentales et précliniques chez la souris afin de développer des interventions pour l’amélioration ou le maintien de la masse musculaire et de la force dans un large éventail de maladies. L’aspect le plus difficile du protocole est de stimuler précisément la branche fibulaire du nerf sciatique, qui innerve les muscles tibiaux antérieurs. Pour réduire les stimulations électriques imprécises, ajustez la position de l’électrode et l’amplitude de stimulation jusqu’à ce que le couple de contraction maximal soit enregistré par un dynamomètre.

Pour commencer, fournissez un support thermique à la souris à l’aide d’un coussin chauffant en gel isotherme et placez une lampe chauffante à 1 mètre au-dessus de la souris. Pour préparer la peau à l’EICC ou à l’ISOM, retirez la fourrure du membre postérieur gauche en appliquant une crème dépilatoire. Après 2 minutes, nettoyez la jambe avec des lingettes imbibées d’eau distillée pour enlever la fourrure et toute la crème résiduelle de la peau.

Désinfectez la peau à l’aide d’une solution de gommage à la povidone iodée et d’éthanol à 70%, puis utilisez un coton-tige propre pour appliquer un protecteur sur les yeux et la peau épilée pour éviter le dessèchement. Ensuite, appliquez 5% de crème de lidocaïne sur le tibia pour engourdir la zone. Passez une aiguille hypodermique stérile de calibre 26 de 1/2 pouce à travers la partie la plus large de la partie proximale de l’os tibial.

Une fois la goupille stabilisatrice fixée, tenez l’aiguille avec un hémostatique stérile et pliez la partie en plastique jusqu’à ce qu’elle se détache, puis posez la souris en décubitus dorsal. Assurez-vous que la souris est toujours bien connectée au cône nasal pour maintenir l’anesthésie. À l’aide d’une paire de pinces à épiler stériles, introduisez la goupille tibiale dans une pince crocodile en métal, de sorte que l’extrémité de la goupille tibiale soit maintenue par la pince crocoditrice.

Déplacez le bras réglable de la pince crocodile pour vous assurer que le pied de la souris est placé sur la plaque plantaire de l’appareil DART. Attachez le pied de la souris sur la plaque de pied de l’appareil DART avec du ruban adhésif de laboratoire. Assurez-vous que le pied est placé à un angle de 90 degrés par rapport à l’axe long de l’os tibial de la souris.

Placez une aiguille hypodermique de calibre 18 de 1,5 = pouce de long à travers les trous pré-percés sur le rapporteur du dispositif DART pour créer une butée de flexion plantaire, puis posez la plaque de pied sur la butée de flexion plantaire. Pour optimiser le placement de l’électrode, placez une électrode bipolaire, transcutanée et NMES sur la face inférolatérale de l’articulation du genou de la souris. Utilisez un stimulateur électrique de laboratoire pour appliquer des impulsions uniques de 1 hertz afin de stimuler la branche fibulaire du nerf sciatique.

Observez le tibial antérieur, ou le muscle et le tendon du ventre TA pour des signes de contractions de contraction provoquées électriquement. Maintenant, attachez la suture à la plaque de plancher du dynamomètre, puis optimisez l’amplitude de la tension de sortie du stimulateur NMES afin que NMES soit confiné au nerf fibulaire commun et au muscle TA. Pour régler le stimulateur afin qu’il produise des trains d’impulsions répétés, réglez les cadrans pour la fréquence des impulsions à 125 hertz, la durée du train à 500 millisecondes et les trains par seconde à 1.

Allumez l’interrupteur à bascule pour les trains d’impulsions répétitifs. Réglez le stimulateur pour produire des trains d’impulsions d’une durée de 500 millisecondes entrecoupés d’un repos de 500 millisecondes entre les trains d’impulsions. Déplacez la butée de flexion plantaire vers le trou sur le rapporteur qui correspond à 160 degrés sur l’axe long du tibia.

Dans DART, pour que le muscle TA fonctionne concentriquement, appliquez une résistance en suspendant un poids approprié tel que 5 grammes avec une suture en soie non élastique attachée à la plaque de pied du dispositif DART. Ajustez la résistance en appliquant 50% du poids du maximum de 1 répétition. Assurez-vous que le pied tire à travers au moins la moitié de la plage active disponible de dorsiflexion.

Effectuez un seul entraînement DART qui implique 1 série de 10 répétitions de contractions concentriques et 2 minutes de repos entre les séries. Pour l’entraînement ISOM, placez le pied de la souris à 160 degrés par rapport à l’axe long du tibia. Maintenez la position statique en collant la suture en soie sur la plaque de pied du banc robotisé.

Effectuez une seule séance d’entraînement ISOM qui implique 4 séries de 10 répétitions de contractions isométriques et 2 minutes de repos entre les séries. Comme soins post-opératoires pour les souris, prendre des précautions pour maintenir l’hygiène du membre postérieur exercé et réduire la douleur au site de l’aiguille. Les changements histologiques dans le muscle TA ont été étudiés après 3 jours d’entraînement DART ou OMI.

La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine indiquait que l’étendue des lésions musculaires était faible dans les groupes DART et OMI, mais les lésions musculaires étaient légèrement plus évidentes dans le groupe OMI. Il est important de stimuler spécifiquement les contractions dans les muscles tibiaux antérieurs et d’ajuster précisément la résistance contre laquelle ces muscles doivent travailler pendant l’entraînement de résistance ajusté à la dose. À la suite de cette procédure, les chercheurs seront en mesure d’évaluer la tolérance à l’effort sous forme de susceptibilité à la fatigue et aux blessures causées par des contractions musculaires répétées contre la résistance.

Cette technique peut être incorporée dans une grande variété d’applications de recherche fondamentale et préclinique, telles que des études sur des modèles murins, de maladies neuromusculaires telles que les dystrophies musculaires et des modèles murins de blessures sportives.