Реверсивные, неинвазивный метод для измерения сопротивления дыхательных путей и бронхоальвеолярного лаважа выборки жидкости у мышей

Summary

Повторные измерения грызунов физиологии дыхательной и отбора проб дыхательных путей воспалительных клеток желательны, но в целом не представляется возможным. Здесь мы опишем повторяемый метод устной интубирование мышей, которая позволяет повторные измерения гиперреактивность дыхательных путей и отбора проб дыхательных путей воспалительных клеток.

Abstract

Дыхательные пути гиперреактивность (AHR) измерений и бронхоальвеолярного лаважа (БАЛ) жидкости выборки имеют важное значение для экспериментальных моделей астмы, но повторные процедуры для получения таких измерений в тех же животных, как правило, не представляется возможным. Здесь мы демонстрируем, протоколы для получения от мышей повторные измерения AHR и бронхоальвеолярного лаважа образцы жидкости. Мыши были оспорены интраназально семь раз в течение 14 дней с мощным аллергеном или фиктивных лечение. До начальной задачей, и в течение 24 часов после каждой интраназального вызов, то же животных под наркозом, в устной форме интубации и искусственной вентиляции легких. AHR, оценивается путем сопоставления кривых доза-реакция дыхательного сопротивления системы (РРП), индуцированного увеличения внутривенные дозы ацетилхолина (АХ) хлорида между обман и аллергизованный животных, были определены. После этого и через тот же интубации левого легкого была промывали таким образом, чтобы дифференциальное перечисление клетки дыхательных путей может быть выполнена. Эти исследования показывают, что повторные измерения AHR и БАЛ сбор жидкости можно дальше от тех же животных, и что максимальная гиперреактивности дыхательных путей и дыхательных путей, эозинофилия будут достигнуты в течение 7-10 дней после начала аллерген вызов. Этот новый метод позволяет значительно сократить число мышей, необходимых для продольной экспериментов и применим к разнообразным видам грызунов, болезней дыхательных путей, моделей и физиологии инструментов.

Protocol

Аллерген вызов: C57BL / 6 мышей, 4-8 недель, анестезируют в герметичной камере плексигласа продувают 3,2% изофлуран в кислородной смеси паров в течение 10 минут, чтобы достичь глубокого общего наркоза. Интраназально проблемы аллерген (45μL OVA (22,5 мкг) и 7μL А. огугае (7 мкг), в PBS) находятся …

Discussion

Исследование астмы и различных других обструктивных заболеваниях дыхательных путей, является активным и расширение области биомедицинских исследований. Важным компонентом, связанных с астмой экспериментальные исследования возможности оценивать изменения в дыхательных путях разм?…

Materials

Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371).
Data was analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16).
A small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270), chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph.
0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series)
Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687)
10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602)
Heat lamp
1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109)
4 clamps (Pony 3200 spring clamp)
0.5 mm external wire for intubation guide
Hemacytometer
Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15)
Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022)
Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911)
Light microscope (Leica)
Cytospin 3 (Shandon)
20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical)
0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).

<!– OLD Materials List 4/12/10 Changed

Airway physiology measurement software (Rescomp) was custom prepared (Millenium Premier Group; 415-519-4371) and data were analyzed using a PC workstation running Windows XP equipped with a Pentium III CPU (Intel, Inc. Santa Clara, CA) and a 17-pin analog to digital signal converter (National Instruments, #PC-LPM16). Small animal airway physiology workstation was custom assembled (Millenium Premier Group) using commercially available pressure transducers (part #TRD5700 and TRD4510), preamp modules (part #MAX2270) and chassis (part # MAX1320; all from Buxco, Inc. Wilmington, NC) and a customized small animal plethysmograph. 0.5mm external diameter fiber-optic thread, connected to light source (Cole Palmer Illuminator, 41722 series); Ventilator (Harvard Apparatus Mouse Ventilator, #687); 10 mm, 27ga needle (BD Biosciences, cat. no. 309602); Heat lamp; 1 ml syringe (BD Biosciences, cat. no. 305109); 4 clamps (Pony 3200 spring clamp); 0.5 mm external wire for intubation guide); Hemacytometer; Superfrost/plus microscope slides (Fisher cat. no. 12-550-15); Shandon Filter Cards (Thermo cat. no. 5991022); Differential cell slide stain (Fisher cat. no. 122911); Light microscope (Leica); Cytospin 3 (Shandon); 20 ga, 1.25 inch ProtectIV intravenous catheters (Smith Medical); 0.5 mm polymer optical fiber (Edmund Optics # NT02-532).

–>