تحليل الصرفي ذبابة الفاكهة اليرقات المحيطية الانشعابيات عصبون حسي والمحاوير استخدام الفسيفساء الوراثية
Summary
الخلايا العصبية الحسية تشجر شجيري من<em> ذبابة الفاكهة</em> اليرقات النظام العصبي الطرفي ونماذج مفيدة لتوضيح عامة والطبقة العصبية آليات محددة للتمايز الخلايا العصبية. نقدم دليلا عمليا لتوليد وتحليل الخلايا العصبية شجيري تشجر الفسيفساء الجينية.
Abstract
تطوير النظام العصبي يتطلب مواصفات الصحيح للموقف الخلايا العصبية والهوية ، وتلتها دقيقة عصبون التنمية شجيري فئة محددة والأسلاك محواري. مؤخرا أصبحت شجيري تشجر (DA) الخلايا العصبية الحسية لنظام ذبابة الفاكهة اليرقات العصبي الطرفي (المحيطي) نماذج الوراثية القوية التي لتوضيح الآليات العامة على حد سواء ، وفئة محددة من تمايز الخلايا العصبية. هناك أربع فئات رئيسية DA الخلايا العصبية (I – IV) 1. أنها تتم تسمية من أجل زيادة تعقيد تغصن الشجرة ، ولها فئة محددة الاختلافات في التحكم الجيني للتمايز من 2-10. نظام DA الحسي هو نموذج عملي لتحقيق في الآليات الجزيئية وراء السيطرة على التشكل شجيري 11-13 للأسباب التالية : 1) أنه يمكن الاستفادة من الأدوات الجينية القوية المتاحة في ذبابة الفاكهة ، 2) الخلايا العصبية DA تغصن جذع ينتشر سوى 2 في أبعاد اسفل كلي بصرياع اليرقات بشرة مما يجعل من السهل تصور مع دقة عالية في الجسم الحي ، 3) التنوع في فئة محددة مورفولوجيا شجيري يسهل إجراء تحليل مقارن للعثور على السيطرة على العناصر الرئيسية في تشكيل الأشجار التغصنية بسيطة مقابل تشعبت للغاية ، و 4) شجيري جذع النمطية أشكال مختلفة من الخلايا العصبية DA تسهيل التحليلات الإحصائية morphometric.
DA نشاط الخلايا العصبية تعديل الناتج من مولد تنقل نمط المركزية اليرقات 14-16. DA الطبقات المختلفة والخلايا العصبية الحسية طرائق مختلفة ، وتفعيلها تثير استجابات سلوكية مختلفة 14،16-20. وعلاوة على فئات مختلفة ارسال التوقعات محواري نمطيا في النظام العصبي اليرقات ذبابة الفاكهة المركزي في الحبل البطني العصب (VNC) 21. إنهاء هذه التوقعات مع كل من تمثيل الطبوغرافية طريقة الخلايا العصبية الحسية وDA موقف في جدار الجسم من الحقل 7،22 شجيري، 23 عاما. ويمكن استخدام فحص بالتالي من الإسقاطات DA محواري لتوضيح الآليات الأساسية رسم الخرائط الطوبوغرافية 7،22،23 ، فضلا عن الأسلاك من الدوائر تنقل اليرقات تحوير بسيط 14-17.
نقدم هنا دليلا عمليا لتوليد وتحليل الفسيفساء الجينية 24 وسم الخلايا العصبية عبر MARCM DA (تحليل الفسيفساء مع خلية Repressible ماركر) 1،10،25 وFLP التدريجي 22،26،27 تقنيات (ملخصة في الشكل 1).
Protocol
Discussion
ويرقات ذبابة الفاكهة نموذجا عصبون DA يوفر نظام واحد وراثية ممتازة للتحقيق في الآليات التي تحكم مورفولوجيا الخلايا العصبية وتشكيل الدائرة. يستخدم عادة لوضع العلامات وMARCM لتوليد متحولة DA استنساخ الخلايا العصبية. لMARCM نستخدمها إما لعموم العصبية (مثل Gal4 …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
الكتاب أشكر بتبريد للتمويل. ونحن نشكر أيضا Cagri Yalgin ، Delandre كارولين باريش وجاي لاجراء مناقشات حول بروتوكولات الوراثية والمناعية.
Materials
| Name of the reagent | Company | Catalogue number | Comments (optional) |
|---|---|---|---|
| SZX16 fluorescence dissection microscope (with GFPHQ filter) | Olympus | SZX16 | |
| Live Insect Forceps | FST | 26030-10 | |
| 26mm x 76mm depression slide glass | Toshinriko Co. | T8-R004 | |
| Sylgard 184 (or Silpot 184) | Dow Corning | 3097358-1004 | |
| Poly-L-lysine | Sigma | P-1524 | This product has proven most effective |
| DPX mounting medium | Sigma | 44581 | |
| Rabbit anti-GFP | Invitrogen | A-11122 | Dilution 1:500 |
| Rat anti-CD8 | Caltag | 5H10 | Dilution 1:200 |
| Mouse anti-CD2 | AbD serotec | MCA443R | Dilution 1:700 |
| Mouse anti-Fasciclin2 | DSHB | 1D4 | Dilution 1:10 |
References
- Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
- Crozatier, M., Vincent, A. Control of multidendritic neuron differentiation in Drosophila: the role of Collier. Dev Biol. 315, 232-242 (2008).
- Hattori, Y., Sugimura, K., Uemura, T. Selective expression of Knot/Collier, a transcriptional regulator of the EBF/Olf-1 family, endows the Drosophila sensory system with neuronal class-specific elaborated dendritic patterns. Genes Cells. 12, 1011-1022 (2007).
- Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
- Sugimura, K., Satoh, D., Estes, P., Crews, S., Uemura, T. Development of morphological diversity of dendrites in Drosophila by the BTB-zinc finger protein abrupt. Neuron. 43, 809-822 (2004).
- Li, W., Wang, F., Menut, L., Gao, F. B. BTB/POZ-zinc finger protein abrupt suppresses dendritic branching in a neuronal subtype-specific and dosage-dependent. 43, 823-834 (2004).
- Zlatic, M., Landgraf, M., Bate, M. Genetic specification of axonal arbors: atonal regulates robo3 to position terminal branches in the Drosophila nervous system. Neuron. 37, 41-51 (2003).
- Grueber, W. B., Ye, B., Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Dendrites of distinct classes of Drosophila sensory neurons show different capacities for homotypic repulsion. Curr Biol. 13, 618-626 (2003).
- Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Different levels of the homeodomain protein cut regulate distinct dendrite branching patterns of Drosophila multidendritic neurons. Cell. 112, 805-818 (2003).
- Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. hamlet, a binary genetic switch between single- and multiple- dendrite neuron morphology. Science. 297, 1355-1358 (2002).
- Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
- Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
- Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
- Hughes, C. L., Thomas, J. B. A sensory feedback circuit coordinates muscle activity in Drosophila. Mol. Cell. Neurosci. 35, 383-396 (2007).
- Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington’s Disease-Like Model. J Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
- Song, W., Onishi, M., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Peripheral multidendritic sensory neurons are necessary for rhythmic locomotion behavior in Drosophila larvae. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 5199-5204 (2007).
- Hwang, R. Y. Nociceptive neurons protect Drosophila larvae from parasitoid wasps. Curr Biol. 17, 2105-2116 (2007).
- Xiang, Y. Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall. Nature. 468, 921-926 (2010).
- Cheng, L. E., Song, W., Looger, L. L., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The role of the TRP channel NompC in Drosophila larval and adult locomotion. Neuron. 67, 373-380 (2010).
- Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19, 799-806 (2009).
- Hafer, N., Schedl, P. Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster. J. Vis. Exp. (1), e85-e85 (2006).
- Grueber, W. B. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134, 55-64 (2007).
- Merritt, D. J., Whitington, P. M. Central projections of sensory neurons in the Drosophila embryo correlate with sensory modality, soma position, and proneural gene function. J Neurosci. 15, 1755-1767 (1995).
- Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
- Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
- Wong, A. M., Wang, J. W., Axel, R. Spatial representation of the glomerular map in the Drosophila protocerebrum. Cell. 109, 229-241 (2002).
- Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural Dev. 4, 37-37 (2009).
- Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
- Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila Protocols. , (2000).
- Kaczynski, T. J., Gunawardena, S. Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (46), e2150-e2150 (2010).
- Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. J Vis Exp. , (2009).
- Medina, P. M., Swick, L. L., Andersen, R., Blalock, Z., Brenman, J. E. A novel forward genetic screen for identifying mutations affecting larval neuronal dendrite development in Drosophila melanogaster. Genetics. 172, 2325-2335 (2006).
- Mirouse, V., Swick, L. L., Kazgan, N., St Johnston, D., Brenman, J. E. LKB1 and AMPK maintain epithelial cell polarity under energetic stress. J Cell Biol. 177, 387-392 (2007).
- Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. 25, e1108-e1108 (2009).
- Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
- Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
- Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila. Neuron. 22, 719-729 (1999).
- Landgraf, M., Sanchez-Soriano, N., Technau, G. M., Urban, J., Prokop, A. Charting the Drosophila neuropile: a strategy for the standardised characterisation of genetically amenable neurites. Dev Biol. 260, 207-225 (2003).
