Summary

Analyse morphologique des Drosophile Larvaires périphérique dendrites et des axones des neurones sensoriels utilisant mosaïques génétiques

Published: November 07, 2011
doi:

Summary

Les neurones sensoriels de l'arborisation dendritique des<em> Drosophile</em> Larvaires système nerveux périphérique sont des modèles utiles pour élucider la fois générales et spécifiques à chaque classe neurone mécanismes de la différenciation neuronale. Nous présentons un guide pratique pour générer et analyser dendritiques arborisation neurone mosaïques génétique.

Abstract

Développement du système nerveux requiert la spécification correcte de la position du neurone et de l'identité, suivie par le développement des neurones dendritiques précise classe spécifique et le câblage axonal. Récemment, le dendritiques arborisation (DA) des neurones sensoriels de l'Drosophile larvaire du système nerveux périphérique (SNP) sont devenus puissants modèles génétiques dans lesquels d'élucider les mécanismes à la fois générales et spécifiques à chaque classe de la différenciation neuronale. Il ya quatre principales classes de neurones DA (I-IV) 1. Ils sont nommés dans l'ordre croissant de complexité des dendrites tonnelle, et ont de la classe des différences spécifiques dans le contrôle génétique de leur différenciation 2-10. Le DA système sensoriel est un modèle pratique pour étudier les mécanismes moléculaires derrière le contrôle de la morphologie dendritique 11-13 parce que: 1) il peut profiter de l'puissants outils génétiques disponibles chez la drosophile, 2) le neurone DA dendrite tonnelle se propage en seulement deux dimensions sous un article optiquementar des larves cuticule rendant facile à visualiser en haute résolution in vivo, 3) la diversité des classes spécifiques de morphologie dendritique facilite une analyse comparative de trouver des éléments clés contrôlant la formation de simples vs très ramifiées arbres dendritiques, et 4) dendritiques tonnelle stéréotypées formes de neurones DA différents de faciliter les analyses statistiques morphométriques.

DA neurone modifie l'activité de la sortie d'un générateur de pattern de locomotion des larves centrale 14-16. Les différentes classes de neurones DA ont des modalités sensorielles distinctes, et leur activation provoque différentes réactions comportementales 14,16-20. Par ailleurs des classes différentes envoyer des projections axonales stéréotypée dans le système central de la drosophile larvaires nerveux dans la corde nerveuse ventrale (VNC) 21. Ces projections se terminent par des représentations topographiques de deux neurones DA modalité sensorielle et la position dans la paroi du corps du champ dendritique 7,22, 23. Ainsi l'examen des projections axonales DA peut être utilisée pour élucider les mécanismes qui sous-tendent la cartographie topographique 7,22,23, ainsi que le câblage d'un circuit simple de locomotion des larves modulant 14-17.

Nous présentons ici un guide pratique pour générer et analyser les mosaïques génétiques marquant 24 neurones DA via MARCM (Analyse mosaïque avec un marqueur cellulaire répressible) 1,10,25 et FLP-out 22,26,27 techniques (résumées dans la Fig. 1).

Protocol

1.Préparation de réactifs Préparer Ca + + libre HL3.1 salée 28. En mm: 70 NaCl, KCl 5, 20 MgCl2, 10 NaHCO 3, HEPES 5, 115 le saccharose, le tréhalose et 5; pH 7,2. Filtre stériliser et conserver à 4 ° C. Note: Ca + solution + libre empêche la contraction des muscles lors de la dissection. Faire de poly-L-lysine (PLL) lamelles. Dissoudre 100 mg de PLL dans l'eau 4,2 ml et de faire des ali…

Discussion

La Drosophile larvaire DA neurone modèle fournit un excellent système pour étudier les mécanismes génétiques que la morphologie des neurones de contrôle et de la formation des circuits. MARCM est généralement utilisé pour l'étiquetage et pour générer des clones mutants DA neurone. Pour MARCM nous utilisons soit un pan-neural (p. ex Gal4 C155) ou spécifique des neurones DA pilote. L'utilisation d'un pilote pan-neuronal, il est possible d'utiliser directem…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient le RIKEN pour le financement. Nous remercions également Cagri Yalçin, Caroline Delandre, et Jay Parrish pour les discussions sur les protocoles génétiques et immunohistochimie.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments (optional)
SZX16 fluorescence dissection microscope (with GFPHQ filter) Olympus SZX16  
Live Insect Forceps FST 26030-10  
26mm x 76mm depression slide glass Toshinriko Co. T8-R004  
Sylgard 184 (or Silpot 184) Dow Corning 3097358-1004  
Poly-L-lysine Sigma P-1524 This product has proven most effective
DPX mounting medium Sigma 44581  
Rabbit anti-GFP Invitrogen A-11122 Dilution 1:500
Rat anti-CD8 Caltag 5H10 Dilution 1:200
Mouse anti-CD2 AbD serotec MCA443R Dilution 1:700
Mouse anti-Fasciclin2 DSHB 1D4 Dilution 1:10

References

  1. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  2. Crozatier, M., Vincent, A. Control of multidendritic neuron differentiation in Drosophila: the role of Collier. Dev Biol. 315, 232-242 (2008).
  3. Hattori, Y., Sugimura, K., Uemura, T. Selective expression of Knot/Collier, a transcriptional regulator of the EBF/Olf-1 family, endows the Drosophila sensory system with neuronal class-specific elaborated dendritic patterns. Genes Cells. 12, 1011-1022 (2007).
  4. Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
  5. Sugimura, K., Satoh, D., Estes, P., Crews, S., Uemura, T. Development of morphological diversity of dendrites in Drosophila by the BTB-zinc finger protein abrupt. Neuron. 43, 809-822 (2004).
  6. Li, W., Wang, F., Menut, L., Gao, F. B. BTB/POZ-zinc finger protein abrupt suppresses dendritic branching in a neuronal subtype-specific and dosage-dependent. 43, 823-834 (2004).
  7. Zlatic, M., Landgraf, M., Bate, M. Genetic specification of axonal arbors: atonal regulates robo3 to position terminal branches in the Drosophila nervous system. Neuron. 37, 41-51 (2003).
  8. Grueber, W. B., Ye, B., Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Dendrites of distinct classes of Drosophila sensory neurons show different capacities for homotypic repulsion. Curr Biol. 13, 618-626 (2003).
  9. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Different levels of the homeodomain protein cut regulate distinct dendrite branching patterns of Drosophila multidendritic neurons. Cell. 112, 805-818 (2003).
  10. Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. hamlet, a binary genetic switch between single- and multiple- dendrite neuron morphology. Science. 297, 1355-1358 (2002).
  11. Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
  12. Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
  13. Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
  14. Hughes, C. L., Thomas, J. B. A sensory feedback circuit coordinates muscle activity in Drosophila. Mol. Cell. Neurosci. 35, 383-396 (2007).
  15. Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington’s Disease-Like Model. J Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
  16. Song, W., Onishi, M., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Peripheral multidendritic sensory neurons are necessary for rhythmic locomotion behavior in Drosophila larvae. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 5199-5204 (2007).
  17. Hwang, R. Y. Nociceptive neurons protect Drosophila larvae from parasitoid wasps. Curr Biol. 17, 2105-2116 (2007).
  18. Xiang, Y. Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall. Nature. 468, 921-926 (2010).
  19. Cheng, L. E., Song, W., Looger, L. L., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The role of the TRP channel NompC in Drosophila larval and adult locomotion. Neuron. 67, 373-380 (2010).
  20. Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19, 799-806 (2009).
  21. Hafer, N., Schedl, P. Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster. J. Vis. Exp. (1), e85-e85 (2006).
  22. Grueber, W. B. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134, 55-64 (2007).
  23. Merritt, D. J., Whitington, P. M. Central projections of sensory neurons in the Drosophila embryo correlate with sensory modality, soma position, and proneural gene function. J Neurosci. 15, 1755-1767 (1995).
  24. Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
  25. Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
  26. Wong, A. M., Wang, J. W., Axel, R. Spatial representation of the glomerular map in the Drosophila protocerebrum. Cell. 109, 229-241 (2002).
  27. Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural Dev. 4, 37-37 (2009).
  28. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
  29. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. . Drosophila Protocols. , (2000).
  30. Kaczynski, T. J., Gunawardena, S. Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (46), e2150-e2150 (2010).
  31. Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. J Vis Exp. , (2009).
  32. Medina, P. M., Swick, L. L., Andersen, R., Blalock, Z., Brenman, J. E. A novel forward genetic screen for identifying mutations affecting larval neuronal dendrite development in Drosophila melanogaster. Genetics. 172, 2325-2335 (2006).
  33. Mirouse, V., Swick, L. L., Kazgan, N., St Johnston, D., Brenman, J. E. LKB1 and AMPK maintain epithelial cell polarity under energetic stress. J Cell Biol. 177, 387-392 (2007).
  34. Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. 25, e1108-e1108 (2009).
  35. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  36. Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  37. Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila. Neuron. 22, 719-729 (1999).
  38. Landgraf, M., Sanchez-Soriano, N., Technau, G. M., Urban, J., Prokop, A. Charting the Drosophila neuropile: a strategy for the standardised characterisation of genetically amenable neurites. Dev Biol. 260, 207-225 (2003).
check_url/3111?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111, doi:10.3791/3111 (2011).

View Video