ERRATUM NOTICE
Important: There has been an erratum issued for this article. Read more …
Summary
ويرد تقنية جراحية لزرع مرسلات القياس عن بعد المتاحة تجاريا المستخدمة لقياس المستمر لbiopotential (واحد في قيادة ECG) ، معدل ضربات القلب ، درجة حرارة الجسم الأساسية والنشاط الحركي في الفئران تتحرك بحرية. التوصيات والبروتوكولات اللاحقة للعمليات الجراحية وتخفيف الألم ، وتحسين الانتعاش ، ورفاه وتقدم أيضا معدل البقاء على قيد الحياة.
Abstract
الماوس هو مختبر الحيوانات المفضلة لمعظم الأبحاث الطبية الحيوية ، سواء في المجال الأكاديمي وصناعة المستحضرات الصيدلانية. الفئران هي ذات حجم معقول وسهلة نسبيا للمنزل. هذه العوامل ، جنبا إلى جنب مع توافر ثروة من المسوخ والعفوية التي يسببها تجريبيا ، وجعل الفئران المختبرية مثاليا لمجموعة واسعة من المجالات البحثية.
في مجال البحوث القلبية الوعائية والدوائية والسمية ، وكثيرا ما تحتاج القياس الدقيق للمعلمات المتعلقة بنظام الدورة الدموية للحيوانات المختبر. وتستند تحديد معدل ضربات القلب ، والقلب تقلب سعر ، ومدتها وفترات PQ QT على التسجيلات (ECG) الكهربائي. ومع ذلك ، يمكن الحصول على منحنيات ECG موثوق بها وكذلك البيانات الفسيولوجية مثل درجة حرارة الجسم الأساسية في الفئران يكون من الصعب استخدام تقنيات القياس التقليدية ، والتي تتطلب ربط أجهزة الاستشعار والأسلاك يؤدي إلى المربوطة ، مقيدة ، أو حتىaesthetized الحيوانية. ويجب تفسير البيانات التي تم الحصول عليها بهذه الطريقة بحذر ، كما هو معروف جيدا أن تقييد والتخدير يمكن أن يكون لها تأثير كبير على معايير مصطنعة الفسيولوجية 1 و 2.
القياسات اللاسلكية تتيح البيانات التي سيتم جمعها من الحيوانات واعية وغير المربوطة. ويمكن إجراء قياسات التحرك بحرية حتى في الحيوانات ، ودون الحاجة للمحقق أن تكون في القرب من الحيوان. وهكذا ، يتم تجنب مصادر معروفة من القطع الأثرية ، وأكدت قياسات دقيقة وموثوق بها. هذه المنهجية أيضا يقلل التباين interanimal ، وبالتالي تقليل عدد الحيوانات المستخدمة ، مما يجعل هذه التكنولوجيا الأسلوب الأكثر إنسانية لرصد المعلمات الفسيولوجية في الحيوانات المختبرية 3 ، 4. التقدم المستمر في تكنولوجيا التصغير الحصول على البيانات والزرع يعني أنه من الممكن الآن لتسجيل المعلمات الفسيولوجية والنشاط الحركي وبشكل مستمر في الوقت الحقيقي على مدى أطول عeriods مثل ساعات أو أيام أو حتى أسابيع 3 و 5.
هنا ، نحن تصف تقنية جراحية لزرع جهاز إرسال القياس عن بعد المتاحة تجاريا المستخدمة لقياس درجة حرارة الجسم المستمر الأساسية ، والنشاط الحركي وbiopotential (أي onelead ECG) ، والتي من معدل ضربات القلب ، والقلب معدل التغير ، وPQ وفترات كيو تي يمكن أنشئت في الفئران ، freeroaming غير المربوطة. نقدم أيضا قبل العملية والإجراءات والبروتوكولات اللاحقة للعمليات الجراحية للعناية المركزة وعلاج الألم الذي تحسين الانتعاش والرفاه ومعدلات البقاء على قيد الحياة في الفئران مزروع 5 ، 6.
Protocol
تمت الموافقة على التجربة الحيوانية مكتب للرقابة البيطرية على الكانتونات (زيوريخ ، سويسرا). والإسكان والإجراءات التجريبية وفقا للقانون السويسري الحيوانية وحماية يتوافق مع التوجيهات الأوروبية لحماية الحيوانات المستخدمة للأغراض العلمية (التوجيه 2010/63/EU للبرلمان الأوروبي والمجلس في 22 سبتمبر 2010).
1. قبل العملية الاعتبارات
1.1 الفئران : متطلبات السكن ، والحالة العامة والرقابة الصحية
فمن المستحسن أن الفئران تسليمها من الباعة أو نقلها من المستعمرات القوارض الخارجية ينبغي أن تصل إلى منشأة سكنية أسبوعين على الأقل قبل الجراحة. وينبغي أن تسمح هذه الفترة الحيوانات على التكيف مع البيئة الجديدة والظروف الخاصة بكل منشأة سكنية. الفئران ، والحيوانات الحية الاجتماعي ، يجب أن يضم في مجموعات متوافقة خلال هذه الفترة التكيف. لرصد مستوى الفرد فيالمواد الغذائية واستهلاك المياه ، ويقع كل الماوس منفردة من 3 أيام قبل الجراحة حتى 10 يوما بعد زرع جهاز الإرسال الجراحية. ويبين الجدول الزمني لإقامة القياس عن بعد ، الارسال الفئران الحاملة للفي الشكل 1. فمن الأهمية بمكان أن الحيوانات حان لعملية جراحية في صحة جيدة وحالتها. لذا ، قبل الجراحة ، ينبغي رصد الحيوانات مرة واحدة يوميا لمدة 2-3 أيام بشأن الحالة العامة (المظهر ، والموقف والسلوك العفوي) وكذلك لوزن الجسم والغذاء واستهلاك المياه. يتم توثيق هذه البيانات على السجلات الطبية (الحالة العامة والصحية ورقة بيانات الرصد ، والجدول رقم 1) لتحديد مستويات خط الأساس الفردية للحالة العامة والصحة العامة والرفاه. ينبغي استبعاد أي الحيوانات تظهر أعراض المرض أو ضعف الحالة العامة قبل الجراحة من هذه التجربة.
1.2 لقطة في يوم واحد من الشعر قبل الجراحة
في اليوم قبل الزرع ، من أجل أن يحلق أنيمALS للجراحة ، تخدير الفئران هي لفترة وجيزة في غرفة صغيرة البرسبيكس (8x8x8cm) باستخدام سيفوفلوران (8 ٪) أو isoflurane (5 ٪) في الأكسجين النقي (600 مل / دقيقة). بعد فقدان المنعكس المقوم ، يتم أخذ الماوس للخروج من القاعة ويتم قص الشعر العنق والبطن الأمامي مع الحيوان الكذب في recumbence الظهرية ؛ الحفاظ التخدير لنحو 5 دقائق مع قناع الأنف مع 3-4 ٪ أو سيفوفلوران isoflurane 1،5-3 ٪ في الأكسجين النقي بمعدل تدفق 600 مل / دقيقة. بعد قص الشعر ، ويسمح للحيوانات لإيقاظ ويتم بعدها العودة إلى وطنهم القفص.
2. غرس
2.1 بيئة التشغيل ، وإعداد الارسال القياس عن بعد
يوم الزرع ، وتتم جميع الإجراءات المتعلقة بإعداد الارسال والجراحة من على مقعد العمل مع غطاء تدفق الصفحي مجهزة المجهر الجراحي. وأكد ظروف معقمة من خلال استخدام instrum تعقيمهاالوالدان ومواد تعقيم وتطهير من قبل على مقاعد البدلاء العمل 7. قبل الغرس ، وتعد أول مرسلات القياس عن بعد (ETA - F10 ، بيانات العلوم الدولية ، وسانت بول ، مينيسوتا ، الولايات المتحدة). بعد إزالة هذه الحزمة من العقيمة ، ويؤدي تقصير من جهاز الإرسال إلى طول مناسب لحجم الماوس ليكون مزروع. في غالبية الكبار الفئران outbred أو الفطرية ، فإنه يجوز تقصير القطب الأحمر إلى حوالي 42 ملم والقطب الأبيض / اللون يصل طولها إلى حوالي 55 ملم. تتم إزالة الأنابيب العازلة من الجزء (الحسية) للقاص يؤدي : إزالة ما يقرب من 20 ملم من أنابيب من القطب الأحمر ، يتم إزالة ما يقرب من 10 ملم من أنابيب من القطب الأبيض / اللون. ويتكون الجزء الأعلى من كل قطب (والذي هو الآن من دون أنابيب) في حلقة عن طريق تحديد نهاية خيوط الحرير مع رقيقة (بيرما - Handseide ، 6-0 ، Ethicon ، Norderstedt ، ألمانيا). بعد إعداد الأقطاب ، يوضع في الارسال واالعقيمة المالحة RM جاهزة للزرع عند الحيوان هو تخدير وأعد جراحيا.
2.2 التخدير
في 5-10 دقائق قبل أن تدار التخدير استنشاق ، وهي مزيج من الميدازولام (4 ملغ / كلغ) والفنتانيل (0.04 ملغ / كلغ) تحت الجلد وتخدير ، وبالتالي توفير التخدير وتسكين الاستباقية. ويتسبب استنشاق التخدير العام عن طريق وضع الحيوانات في غرفة تحريض وادخال عامل مخدر المتطايرة (سيفوفلوران 8 ٪ أو 5 ٪ في isoflurane دقيقة الأكسجين النقي مل / 600). عندما يظهر الحيوان فقدان المنعكس المقوم أن يتم نقله إلى مقاعد البدلاء العمل تحت غطاء التدفق الصفحي ، ووضعها في recumbence الظهرية على لوحة معدنية مصممة خصيصا مزودة قناع الأنف وأنابيب من جهاز التخدير. يتم الاحتفاظ التخدير عن طريق التنفس العفوي (3-4 ٪ سيفوفلوران أو isoflurane 1،5-3 ٪ في الأكسجين النقي بمعدل تدفق 600 مل / دقيقة). العين أثناء التخدير الحيوان ،محمية s مع مرهم (فيتامين A ، و لومب Baush ، Steinhausen ، سويسرا). في حين يرقد على لوحة معدنية وارتفعت درجة حرارة الحيوان من المياه السطحية حمام ساخن (39 درجة مئوية + / -1) من على مقاعد البدلاء العمل.
2.3 الجراحة
هو تطهير الجلد في منطقة الرقبة والبطن الأمامي مع الايثانول 70 ٪. يتم شق 1.5 سم طويلة في الجلد من أسفل القفص الصدري على طول خط الوسط في البطن -- A 1. هو نفق السلبية (أبيض / عديم اللون) قد يؤدي تحت الجلد من الصدر إلى الرقبة ، حيث يتم إجراء شق صغير (≤ 0.5 سم) في الاتجاه الطولي. مستعدون للجلد والأنسجة الكامنة لافساح المجال لتثبيت للحلقة من سلك القطب. هو ثابت في حلقة الأسلاك بين عضلات تقع إلى اليمين من القصبة الهوائية ، باستخدام اثنين من خيوط الحرير الرقيقة (بيرما - Handseide ، 6-0 ، Ethicon ، Norderstedt ، ألمانيا). ثم يتم إغلاق الجرح في الرقبة مع الغرز للامتصاص (VICRYL 6-0 ، Ethicon ، Norderstedtوألمانيا) في الطبقات. ثم يتم فتح جدار البطن في الخط الأبيض ويوضع على جثة الارسال القياس عن بعد في تجويف البطن من الفأر. هي خياطة حلقة من سلك القطب (الحمراء) إيجابية في عملية الخنجري مع خيوط الحرير في مثل هذه الطريقة أنها تقع بين الكبد والحجاب الحاجز في منطقة البطن العلوية اليسرى (الشكل 2). ثم ، يتم إغلاق طبقات العضلات من منطقة البطن مع الغرز للامتصاص (VICRYL 6-0 ، Ethicon ، Norderstedt ، ألمانيا). قبل أن يغلق أخيرا جدار البطن ، وهي مزيج من Sulfadoxin وتريميثوبريم [(30 ملغ / كلغ و 6 ملغ / كغ ، على التوالي ؛ الذائبة في 1 مل من المياه المالحة (0.9 ٪) وبدرجة حرارة الجسم تقريبا (38-39 درجة مئوية)] تحقن في تجويف البطن لأغراض مكافحة العدوى والوقاية لدعم توازن السوائل وأخيرا ، يتم استعادة الجلد في منطقة البطن مع المواد الغذائية (دقيق ، 3 M الرعاية الصحية ، وسانت بول ، مينيسوتا ، الولايات المتحدة).
3. الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية
بعد الانتهاء من الجراحة والتخدير ، 0.1 ملغ / كلغ من البوبرينورفين (Temgesic ، إسيكس كيمي إيه جي ، لوسيرن ، سويسرا) و 5 يدار ملغ / كلغ من meloxicam (Metacam ، بورنغير إنغلهايم ، بازل ، سويسرا) تحت الجلد لعلاج الألم ، و تترك الحيوانات في الحارة (39 درجة مئوية + / -1) سطح مقاعد البدلاء العمل على استرداد ل2H تقريبا. جنبا إلى جنب مع تخفيف الآلام (مرتين يوميا : البوبرينورفين ، 0.1 ملغ / كلغ وmeloxicam 5 ملغ / كلغ) ، يتم تطبيق العلاج الداعم يتألف من 300 ميكرولتر الجلوكوز (5 ٪) و 300 ميكرولتر المالحة (0.9 ٪) تحسنت إلى درجة حرارة الجسم ، تحت الجلد مرتين يوميا لمدة 4 أيام. للحصول على دعم مزيد من التعافي ، فمن المفيد تقديم هذه الحيوانات مع زجاجة مياه الشرب إضافية تحتوي على 15 ٪ محلول الجلوكوز. خلال فترة الشفاء من 4-10 أيام ، فمن المستحسن أن يتم الاحتفاظ بالحيوانات الدافئة. لذلك ، في حالتنا ، ويعيش الفئران في خزانة الاحترار (30 درجة مئوية + / -- 1). رصد الحالة العامة ووزن الجسم ، كماكذلك استهلاك الغذاء والماء ، ويتم تنفيذها مرة واحدة يوميا وفقا للحالة الصحية العامة ورقة بيانات الرصد (الجدول 1) لمدة 10 يوما بعد العملية. النهاية إنسانية ، أي تضحية من حيوان لتجنب معاناة لا داعي لها والألم إذا تطور الانتعاش غير مرضية ، تتحقق الشروط التالية :
- إذا كان في حالة عامة الفقراء ، أي الحيوان مبالية إلى حد كبير (أي حركة بعد أن لمست / دفعت) وسطحه الجسم باردا على الرغم من ارتفاع درجات الحرارة ، ينبغي euthanatized الحيوان على الفور.
- إذا ، يوم 4 بعد زرع جهاز الإرسال ، والحيوان يظهر علامات واضحة من اللامبالاة ، هو غاية العدوانية أو لا تظهر أي تناول الطعام ، ينبغي euthanatized على الفور.
- في يوم 8 بعد زرع جهاز الإرسال ، والحيوان لعرض زيادة واضحة في وزن الجسم بالمقارنة مع الايام السابقة بعد العمليات الجراحية. وعلاوة على ذلك ، فإن عليها أن تستهلك في لشرق 80 ٪ من كمية الطعام قبل العملية اليومية. إذا لم يتم الحد من هذه الشروط ، ينبغي euthanatized الحيوان على الفور.
في 10 يوما بعد الزرع ، يتم نقل الحيوانات إلى غرفة الحيوانية في ظل ظروف السكن القياسية. وينبغي أن يضم الفئران في مجموعات متوافقة للسماح التفاعل الاجتماعي ، ومنع الآثار السلبية على المدى الطويل المساكن الفردية ، التي يمكن أن يكون لها تأثيرات كبيرة على قراءة التجارب اللاحقة من أصل 8 ، 9. وينبغي أن الفئران لديها فترة من النقاهة 4 أسابيع على الأقل بعد زرع جهاز الإرسال قبل إجراء التجربة الأولى وتبدأ الحصول على البيانات.
4. الحصول على البيانات
وبدأت عملية جمع البيانات عن طريق لمس الحيوان مع المغناطيس ، وعندها يتم فيها تشغيل جهاز الإرسال على. داتاكويست ART البرمجيات (بيانات العلوم الدولية ، وسانت بول ، مينيسوتا ، الولايات المتحدة الأمريكية) ينسق الكشف ، وجمع وتحليل وغرامaphical العرض (في شكل من أشكال الموجة) للإشارات من واحد أو أكثر من الحيوانات. برنامج يجمع اقتناء إشارات البيانات المرسلة إلى الكمبيوتر من المحولات والاستقبال عن طريق مصفوفة تبادل البيانات (بيانات العلوم الدولية). ويمكن هذا البرنامج إما جمع البيانات لمدة محددة من الزمن على فترات منتظمة أو نموذج مستمر وحفظ البيانات على القرص الثابت للكمبيوتر. ونطاق وجودة الإشارة المنبعثة يعتمد بشدة على تركيب المواد من القفص والمعدات المحيطة بها (مثل البلاستيك مقابل المعادن) ، ويقترح أن يتم وضع لوحة المتلقي أقرب إلى الحيوان ممكن ، على سبيل المثال في إطار الحيوانات في الأقفاص أو فوق منطقة تجريبية ، مثل المختبر مقاعد البدلاء أو مفرغة. فمن المستحسن أن يتم فحص التكوين الصحيح لنظام تسجيل ونقل البيانات عن طريق إجراء فحص قصيرة من الوقت الحقيقي في وضع قياسات العينات المستمر. بعد أن تم جمع البيانات وتخزينها ، ويمكن أن تكون مؤامرةتيد ، سرد وتحليل لمجموعة متنوعة من معلمات مختلفة باستخدام برنامج التحليل. ويمكن الاطلاع على تفاصيل تكوين نظام تسجيل (على سبيل المثال تحديد العينات العمل) ، وبرامج التحليل (مثل المعلمات تقلب معدل القلب ، والفاصل الزمني الفاصل PQ QT أنشئت من biopotential / منحنيات ECG) في كتيبات الشركة المصنعة. ونشرت تلميحات قيمة للتخطيط البيومترية والأساليب الإحصائية مفيدة للحصول على البيانات والقياس عن بعد في أماكن أخرى التفسير 3.
5. ممثل النتائج :
ويظهر مخطط شامل للإجراءات الموضحة في الشكل 1. ويظهر موقف الارسال مزروع ، بما في ذلك مكان وجود أقطاب كهربائية للحصول على biopotentials من القلب (واحد في قيادة ECG) في الشكل رقم 2. أمثلة من البيانات الخام من منحنيات قصيرة الأجل biopotential (واحد في قيادة ECG) ، وطويلة الأجل معدل ضربات القلب ، درجة حرارة الجسم الأساسية والتسجيلات النشاط الحركي للفردتعطى الفئران في الشكل (3) والشكل (4) ، على التوالي. الشكل 5 يعطي مثالا على البيانات المنشورة من القياسات طويلة الأجل في مجموعات من الفئران بعد التجربة. يمكن إنشاء العديد من المعالم الأخرى biopotentials المنحنيات. أمثلة لعرض معلمات القلب تقلب معدل 5 ، كيو تي ، والفاصل الزمني الفاصل PQ 10 ، 11 وتنشر في أماكن أخرى.
الجدول 1. الحالة العامة والصحية ورقة بيانات الرصد. اضغط هنا لتحميل الورقة. هذا القالب يسهل رصد حالة ماوس الفرد العامة والصحة. ويجب وضع دراسة خط الأساس لظهور حيوان ، الموقف ، والسلوك العفوي ، وكذلك تحديد وزن الجسم ، واستهلاك الغذاء والماء قبل جراحة زرع مرة واحدة يوميا لمدة 3 أيام. المقارنة بين التحديدات الأساسية مع تلك التي حصلنا عليهايوميا لمدة 10 يوما بعد الجراحة تعمل على تقييم تطور بعد العملية الانتعاش. بالإضافة إلى ذلك ، موثقة توثيقا جيدا بعد الجراحة الرعاية والعلاج ألم في شكل السجل الطبي. وأعطيت تعليمات بشأن النتائج النهائية للإنسانية من أجل تسهيل اتخاذ القرارات بشأن ما إذا كان ينبغي التضحية ماوس لمنع الألم والمعاناة غير الضرورية إذا كان الحيوان لا تفي بالمعايير للانتعاش سريع بعد الزرع.
الشكل 1. الجدول الزمني لإقامة القياس عن بعد ، الارسال الفئران الحاملة. الترتيب الزمني للإجراءات المتعلقة زرع جهاز إرسال تبين نقاط في الوقت الذي يمكن أن يستخدم ماوس لإجراء التجارب واكتساب البيانات.
الشكل 2. صورة شعاعية / رسم الموقع يظهر من telemet مزروعراي الارسال. تم وضع مجموعة من الارسال في تجويف البطن. يتم تشكيل قيادة إيجابية في حلقة الأسلاك وثابتة لعملية الخنجري مع الغرز. هو نفق تحت الجلد وتؤدي سلبية من الصدر إلى الرقبة والثابتة باعتبارها حلقة الأسلاك بين عضلات المقبل مباشرة الى القصبة الهوائية. يتم أخذ صورة شعاعية من صدور كتاب "السابقة في الحيوانات المختبرية 9.
الشكل 3. Biopotential المنحنيات. الخام المطبوعة من المنحنيات ECG واحد من قيادة واعية وماوس من الحيوان نفسه تحت التخدير مع استنشاق سيفوفلوران. ويحسب معدل ضربات القلب تلقائيا بواسطة نظام القياس عن بعد. تسلسل 3 الثانية وسجلت تحت التخدير يشير إلى معدل ضربات القلب من 440 نبضة في الدقيقة. منحنى المسجلة في الماوس واعية يبين معدل ضربات القلب من 660 نبضة في الدقيقة ، والتي تقع ضمن النطاق المتوقع لمعدل ضربات القلب أثناء وضعالأنشطة البدنية مثل معدل الاستمالة أو تناول الطعام. ويمكن من منحنيات ECG biopotential / واحد من الرصاص ، والبارامترات القلب تقلب سعر ، فاصل interbeat وPQ وفترات QT تنشأ مع استخدام برمجيات الشركة المصنعة.
الشكل 4. البيانات الخام من القياسات طويلة الأجل في الفئران السليمة والمريضة. ويتم قياس معدل ضربات القلب (BPM) ، درجة حرارة الجسم الأساسية (درجة مئوية) والحركي النشاط (التهم) ، في حين يسكن في قفص الفئران بشكل فردي وطنهم دون أي إزعاج من الإجراءات رجلا أو التجريبية. يتم تسجيل معدل ضربات القلب لمدة 30 ثانية كل 5 دقائق (أخذ العينات التردد 1000 هرتز). عينات أساسية هي درجة حرارة الجسم لمدة 10 ثانية كل 5 دقائق. يتم تسجيل النشاط الحركي بشكل مستمر وتخزينها في 5 دقائق. وتتبع نقاط البيانات لمدة خمس دقائق مقابل 6.5 أيام. يتم تسجيل قياسات القياس عن بعد من ثلاثة الفئران مع اختلافالظروف الجسدية. الماوس صحية تظهر واضحة الإيقاع اليومي المعتاد مع زيادات في قيم السلوك الحركي الفسيولوجية والنشاط خلال المرحلة (الليل) المظلم. في المقابل ، بعد عملية جراحية كبرى ، وزيادة معدل ضربات القلب ، وبخاصة في المرحلة وضح النهار ، والنشاط الحركي هو الاكتئاب. الماوس third يعاني من مرض مزمن في الورم ، الإيقاعي من معدل ضربات القلب ودرجة حرارة الجسم الأساسية ويبدو بالارض ، وتقلص النشاط الحركي. يتم أخذ بيانات تمثيلية القياسات معدل ضربات القلب (القيم العادية وبعد عملية جراحية كبرى) من تاريخ نشره في كتاب "السابقة في ALTEX 12.
الشكل 5. مثال لعرض نتائج القياس من القياسات طويلة الأمد بعد التجربة. يؤخذ هذا الرقم من تاريخ نشره في كتاب "السابقة في حيوانات المختبر 1. كتجربة نموذجية ، وهي isofl 50 دقيقةتم إجراء تخدير أو urane سيفوفلوران. وكانت مستيقظة الأثر الطويل الأجل للمواد التخدير على معدل ضربات القلب ، درجة حرارة الجسم الأساسية والنشاط الحركي بعد حيوانات ومقارنتها. باستخدام 16 الارسال مزروع الفئران ، تم تسجيل بيانات القياس عن بعد في ثمانية فئران لكل مخدر في حين كانت هذه الحيوانات واحد يضم والسماح لها بالتجول بحرية في أقفاص وطنهم. لتحليل آثار تال للتخدير طويلة الأجل ، وأخذنا بعين الاعتبار أن القيم تختلف اختلافا كبيرا خلال دورة مدتها 24 ساعة منذ الفئران تنشط أساسا في الليل. ولذلك ، كانت وسائل احتساب قيم القياس عن بعد لكل حيوان على حدة ليلا (12 سا الظلام) واليوم (12 ساعة ضوء) مراحل. تم تأسيس قيم الفرد العادي عن طريق حساب وسائل من ثلاثة أيام قبل التخدير. عن كل يوم بعد التخدير ، وتمت مقارنة متوسط المرحلة المظلمة والخفيفة مع قيم الفرد العادي ، مما أسفر عن قيم الدلتا. وبالتالي ، قيم دلتا تمثل انحرافا عن القيم العادية (التي أنشئت قبللتخدير) في اليوم الموافق 12 ساعة والوقت ليلا. أعمدة تمثل يعني من ثمانية الفئران ؛ القضبان تشير الانحراف المعياري. تشير العلامات النجمية على أهمية P ≤ 0.05 (في اتجاه واحد تحليل التباين للمقارنة بين الوسائل في كل مجموعة من أربعة أيام بعد التخدير مع القيم العادية).
Discussion
القياسات اللاسلكية هو بديل قوي للطرق التقليدية لقياس المعلمات الفسيولوجية في مجال البحوث الطبية الحيوية. أنظمة القياس عن بعد عالية الجودة تتألف من زرع أجهزة الاستقبال والإرسال والحصول على البيانات وتحليل الأجهزة والبرمجيات متاحة الآن تجاريا ، وحتى للحيوانات صغيرة مثل الفئران. القياس عن بعد يمثل التقنية الوحيدة المتاحة حاليا لجمع البيانات من غير المقيد ، والانتقال بحرية الفئران. باستخدام هذا الأسلوب ، فمن الممكن الآن لجمع البيانات بشكل مستمر و / أو لفترات أطول من الوقت من الحيوانات المقيمين في بيئتهم المألوفة الخاصة ، مما يقلل من الضغط على الحيوانات ويترتب على ذلك من التحف التجريبية. وقد تم تحسين شكل وموقف يؤدي من أجل الحصول على إشارات حتى خلال الحركات السريعة (على سبيل المثال تكافح والجري والقتال) ، أو في تستقيم الموقف 9. وبالتالي ، يمكن الحصول على قياسات دقيقة خلال التجارب ، على سبيل المثال أثناء الإجهاد ، والتخدير فيشوس ، في حين يعمل في حلقة مفرغة ، وخلال التجارب السلوكية ، وخلال التجارب العدوى ، والعديد من الحالات التجريبية الأخرى.
ومع ذلك ، من أجل الحصول على بيانات موثوقة واستنساخه وخالية من القطع الأثرية ، لا بد من استبعاد التأثيرات البيئية ، ونوجه اهتماما خاصا لأهمية شروط موحدة. فمن المستحسن أن يتم عزل غرفة من الضوضاء الإلكترونية والصوتية ، بما في ذلك الصوت بالموجات فوق الصوتية ، التي الفئران حساسة بشكل خاص. بالإضافة إلى ذلك ، أي الاضطرابات ، مثل الزائرين أو الإجراءات التجريبية لا علاقة لها ، لا ينبغي السماح عند إجراء القياسات. لتجنب التدخل يؤثر (وبخاصة في حالة القياسات قفص المنزل) ، ينبغي الانتهاء من جميع الإجراءات اللازمة في تربية الغرفة قبل بدء كل قياس. بالإضافة إلى ذلك ، والسكن من الفئران ، خصوصا إذا تم استخدام الذكور في مجموعات أو بشكل فردي يمكن أن يكون لها تأثير على القياسات ويجب أخذها في الاعتبار عند جيش التحرير الشعبى الصينىnning التجارب 9. أيضا ، يجب أن تكون صحية والفئران خالية من مسببات الأمراض الفئران ، لأن العدوى الكامنة أو واضح ، فضلا عن الأمراض أو أي عاهات صحية أخرى ، يمكن أن يكون لها تأثير كبير على سلوك المعلمات الفسيولوجية والنشاط. تبعا لذلك ، ينبغي أن الفئران يشفون تماما بعد الزرع ويجب أن تعطى الوقت الكافي للتكيف مع تحمل الارسال قبل البدء في أي التجارب.
جمع البيانات عن طريق القياسات اللاسلكية في الفئران يتطلب زرع الجراحية الأولية للمرسل القياس عن بعد. يجب أن يتم تنفيذ ذلك إلا من خلال موظفين مدربين من ذوي المهارات الجراحية من أجل تقليل الصدمة والألم لاحقة الأنسجة والضيق. عقد لالمجربون المهارات الجراحية الأساسية أو المتقدمة حتى (الجزئي) ، فمن المستحسن إجراء المحاكمات الأولى في جثث جديدة باستخدام الماوس يزرع التدريب (أي الدمى ، قدمت من قبل الشركة المصنعة) لوضع الإجراءات وتصبح مألوفة مع خصوصيات هذا النوعمن الجراحة. بعد هذا التدريب ، فإن معظم المجربين تكون قادرة على زرع هذا النوع من الإرسال مع النجاح وسيصل الى الكفاءة مفيدة بعد زرع قليلة.
ينبغي الحفاظ على ظروف معقمة أثناء الجراحة للحفاظ على عبء الميكروبيولوجية وخطر العدوى منخفضة. ومع ذلك ، لا يمكن أن تقدم عقم كامل بسبب بعض الظروف الخاصة العقم ، والمتضاربة في الفئران (على سبيل المثال ، تأثير التبريد من لقطة واسعة الشعر والتطهير ، وعدم جدوى من الضمادات لحماية الجروح). وهكذا ، ويدير المضادة للعدوى الاتقاء خلال زرع. مصممة جيدا علاج مسكن ووضع خطة للرصد واضحة المعالم ، وكذلك بعد العمليات الجراحية كافية الرعاية تلعب دورا حاسما في نتائج مرضية من التجربة.
عموما ، فإن زرع الجراحية للجهاز إرسال القياس عن بعد في الفئران أن تكون مرهقة للحيوان. على وجه الخصوص ، إذا الوراثية في تعديل المواصفاتخطوط الماوس IFIC يؤثر على النمط الظاهري وينال من الحيوانات الجسدية الشرط ، والمضاعفات في إطار زمني شبه المنطوق وزيادة معدلات الوفاة بعد الزرع قد يكون خطرا. لتجنب معاناة لا داعي لها وينبغي إطلاق سراح الأفراد العارضة الانتعاش غير المرضية ، أو نقاهة طويلة من التجربة والتضحية قبل أن تصل إلى مرحلة الاحتضار. وقد أنشئت تسهيل الرصد المنتظم من الأعراض الحرجة وتقديم المشورة بشأن النتائج النهائية للإنسانية : لهذا الغرض ، ورقة البيانات (الحالة العامة والصحية ورقة بيانات الرصد الجدول 1). وهكذا ، تم توثيقه الانتعاش في نمط من السجلات الطبية أو مجلة المختبر ، مما يجعل إجراء هذه المنهجية (أي إجراء الزرع والانتعاش بعد العمليات الجراحية) شفاف إلى السلطات المختصة وهيئات الرفق بالحيوان المسؤولة عن التجارب على الحيوانات (على سبيل المثال ، IACUC).
Disclosures
الإعلان عن أي تضارب في المصالح.
Acknowledgments
فإن الكتاب بالشكر إلى ألمانيا على نهر تشارلز توفير CD - 1 الفئران. ونحن نشكر أيضا روبن وشنايدر موظفي المختبر البيولوجي مركزية لدعم السكن في الفئران. نشكر يرجى نيكولز فلورا للحصول على مساعدة فنية ممتازة والبروفيسور كورت بوركي بسخاء لتوفير مرافق البحث والموارد.
References
- Cesarovic, N. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice. Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).
- Gross, V., Luft, F. C. Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice. Hypertension. 41, 879-881 (2003).
- Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).
- Kramer, K. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).
- Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability. BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).
- Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice. BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).
- Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon. J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).
- Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory. J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).
- Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs. Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).
- Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions. BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).
- Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital. Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).
- Arras, M.
Tags
الطب ، العدد 57 ، القياس ، والماوس ، والفئران ، زرع الارسال ، نقطة النهاية إنسانية ، والرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية والعناية المركزة والإنعاش وجراحةErratum
Formal Correction: Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Posted by JoVE Editors on 10/09/2016.
Citeable Link.
Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swap. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (≤0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal
region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39°C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).
Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39°C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 μL glucose (5%) and 300 μL saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30°C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
