Summary

Um modelo tridimensional de Cultura Celular para avaliar os efeitos de fluxo de fluido intersticial na invasão da célula tumoral

Published: July 25, 2012
doi:

Summary

Fluxo de fluido intersticial é elevada em tumores sólidos e pode modular a invasão de células tumorais. Descrevemos aqui uma técnica para aplicar o fluxo de fluido intersticial para as células embebidas numa matriz e, em seguida medir os seus efeitos sobre a invasão celular. Esta técnica pode ser facilmente adaptado para estudar outros sistemas.

Abstract

O crescimento ea progressão da maioria dos tumores sólidos dependem da transformação inicial das células cancerosas e da sua resposta ao estroma associado à sinalização no microambiente do tumor 1. Anteriormente, a investigação sobre o microambiente do tumor tem se concentrado principalmente em tumores estromais interações 1-2. No entanto, o microambiente do tumor também inclui uma variedade de forças biofísicas, cujos efeitos permanecem pouco compreendidas. Estas forças são conseqüências biomecânicas do crescimento do tumor que levam a mudanças na expressão gênica, a divisão celular, diferenciação e invasão 3. Matriz de densidade 4, rigidez 5-6, 6-7 e estrutura, a pressão do fluido intersticial 8, e fluxo de fluido intersticial 8 são todos alterada durante a progressão do cancro.

Fluxo de fluido intersticial em particular, é maior em tumores em comparação com 8-10 normais tecidos. O fl fluido intersticial estimadoow velocidades foram medidos e verificou-se ser na gama de 0,1-3 uM s -1, dependendo do tamanho do tumor e diferenciação 9, 11. Isto é devido à pressão do fluido intersticial elevada causada por induzida por tumor angiogénese e aumento da permeabilidade vascular 12. Fluxo de fluido intersticial foi mostrado para aumentar a invasão de células de cancro 13-14, fibroblastos vasculares e células de músculo liso 15. Esta invasão pode ser devido aos gradientes de quimiotáticas autólogas criados em torno de células em 3-D 16 ou aumentada metaloproteinase de matriz (MMP) expressão 15, a secreção de quimiocinas e células expressão da molécula de adesão 17. No entanto, o mecanismo pelo qual as células sentir o fluxo de fluido não é bem compreendida. Além de alterar o comportamento das células do tumor, o fluxo de fluido intersticial modula a actividade de outras células no microambiente do tumor. Ele está associado (a) diferenciação de condução de fibroblastos em tumor-promoção myofibroblasts 18, (b) transporte de antigénios e outros factores solúveis para linfonodos 19, e (c) modulando linfático morfogénese de células endoteliais 20.

A técnica aqui apresentada impõe fluxo de fluido intersticial em células in vitro e quantifica os seus efeitos sobre invasão (Figura 1). Este método tem sido publicado em vários estudos para medir os efeitos de fluxo de fluido sobre estroma e invasão de células do cancro 13-15, 17. Ao alterar a composição da matriz, tipo de célula, e concentração de células, este método pode ser aplicado a outras doenças e sistemas fisiológicos para estudar os efeitos de fluxo intersticial em processos celulares, tais como invasão, diferenciação, proliferação e expressão de genes.

Protocol

1. Ensaio Set-up Descongelar uma pequena alíquota (<uL 500) de Matrigel em gelo a 4 ° C (cerca de 2 h). Preparar receita gel (ver volumes exemplo na Tabela em baixo): PBS 10x (1x em volume total), hidróxido de sódio 1N (equivalente a 0,023 volumes de colagénio adicionado, ou segundo as recomendações do fabricante de colagénio, como apropriado), Matrigel e colagénio do tipo I para concentrações finais de 1 mg / ml e 1,3 mg / ml, respectivamente (formulações de matriz podem ser utiliza…

Discussion

Aqui temos descrito um método para quantificar o efeito do fluxo intersticial na invasão de células de tumor, utilizando células embebidas numa matriz de 3-D dentro de uma inserção de cultura de célula. Isto e métodos semelhantes têm sido utilizados para estudar o efeito de fluxo intersticial em uma variedade de tipos de células 13-15, 17. A nossa abordagem parcialmente imita o microambiente matriz do tumor usando colagénio tipo I e Matrigel que contêm proteínas encontradas na membrana basal de t…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments
Collagen (Rat Tail) BD 354236 Keep sterile
Millicell cell culture insert Millipore PI8P01250 8 μm pore diameter, polycarbonate membrane
Matrigel BD 354234 Keep sterile
PBS Sigma Aldrich 100M-8202 10x for preparing gel solution, 1x for washing steps
Sodium Hydroxide, 1.0N Solution Sigma Aldrich S2770 Keep sterile
DMEM 1X CellGro 10-013-CV Keep sterile
Fetal Bovine Serum Atlanta Biologicals 511150 Keep sterile
Penicillin Streptomycin CellGro 30002CI Keep sterile
Triton X-100 Sigma Aldrich X100-500 ml 0.5% in PBS
Paraformaldehyde Fisher Scientific 04042-500 4% in PBS
Deionized Water     Keep sterile
4′,6-diaminido-2-phenylindole (DAPI) MP Biomedicals 0215757401 1 mg/ml stock solution
Mounting Solution Thermo Scientific TA-030-FM  
Trypsin-EDTA CellGro 25-052-CI Keep sterile

Riferimenti

  1. Cichon, M. A. Microenvironmental influences that drive progression from benign breast disease to invasive breast cancer. J. Mammary Gland. Biol. Neoplasia. 15, 389-3897 (2010).
  2. Proia, D. A., Kuperwasser, C. Stroma: tumor agonist or antagonist. Cell Cycle. 4, 1022-1025 (2005).
  3. Dvorak, H. F. Tumor microenvironment and progression. J .Surg. Oncol. 103, 468-474 (2011).
  4. Provenzano, P. P. Collagen density promotes mammary tumor initiation and progression. BMC Med. 6, 11 (2008).
  5. Engler, A. J. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification. Cell. 126, 677-689 (2006).
  6. Paszek, M. J. Tensional homeostasis and the malignant phenotype. Cancer Cell. 8, 241-254 (2005).
  7. Levental, K. R. Matrix crosslinking forces tumor progression by enhancing integrin signaling. Cell. 139, 891-906 (2009).
  8. Butler, T. P., Grantham, F. H., Gullino, P. M. Bulk transfer of fluid in the interstitial compartment of mammary tumors. Cancer Res. 35, 3084-3088 (1975).
  9. Dafni, H. Overexpression of vascular endothelial growth factor 165 drives peritumor interstitial convection and induces lymphatic drain: magnetic resonance imaging, confocal microscopy, and histological tracking of triple-labeled albumin. Cancer Res. 62, 6731-6739 (2002).
  10. Chary, S. R., Jain, R. K. Direct measurement of interstitial convection and diffusion of albumin in normal and neoplastic tissues by fluorescence photobleaching. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 86, 5385-5389 (1989).
  11. Heldin, C. H. High interstitial fluid pressure – an obstacle in cancer therapy. Nat. Rev. Cancer. 4, 806-813 (2004).
  12. Fukumura, D. Tumor microvasculature and microenvironment: novel insights through intravital imaging in pre-clinical models. Microcirculation. 17, 206-225 (2010).
  13. Shields, J. D. Autologous chemotaxis as a mechanism of tumor cell homing to lymphatics via interstitial flow and autocrine CCR7 signaling. Cancer Cell. 11, 526-538 (2007).
  14. Shieh, A. C. Tumor cell invasion is promoted by interstitial flow-induced matrix priming by stromal fibroblasts. Cancer Res. 71, 790-800 (2011).
  15. Shi, Z. D., Wang, H., Tarbell, J. M. Heparan sulfate proteoglycans mediate interstitial flow mechanotransduction regulating MMP-13 expression and cell motility via FAK-ERK in 3D collagen. PLoS One. 6, e15956 (2011).
  16. Fleury, M. E., Boardman, K. C., Swartz, M. A. Autologous morphogen gradients by subtle interstitial flow and matrix interactions. Biophys J. 91, 113-121 (2006).
  17. Miteva, D. O. Transmural flow modulates cell and fluid transport functions of lymphatic endothelium. Circ. Res. 106, 920-931 (2010).
  18. Ng, C. P., Hinz, B., Swartz, M. A. Interstitial fluid flow induces myofibroblast differentiation and collagen alignment in vitro. J. Cell. Sci. 118, 4731-4739 (2005).
  19. Kunder, C. A. Mast cell-derived particles deliver peripheral signals to remote lymph nodes. J. Exp. Med. 206, 2455-2467 (2009).
  20. Helm, C. L. Synergy between interstitial flow and VEGF directs capillary morphogenesis in vitro through a gradient amplification mechanism. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 102, 15779-15784 (2005).
  21. McGuire, P. G., Seeds, N. W. The interaction of plasminogen activator with a reconstituted basement membrane matrix and extracellular macromolecules produced by cultured epithelial cells. J Cell Biochem. 40, 215-227 (1989).
  22. Kleinman, H. K. Isolation and characterization of type IV procollagen, laminin, and heparan sulfate proteoglycan from the EHS sarcoma. Biochimica. 21, 6188-6193 (1982).
  23. Haessler, U. Migration dynamics of breast cancer cells in a tunable 3D interstitial flow chamber. Integr. Biol. (Camb). , (2011).
  24. Polacheck, W. J., Charest, J. L., Kamm, R. D. Interstitial flow influences direction of tumor cell migration through competing mechanisms. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 11115-11120 (2011).
check_url/it/4159?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Tchafa, A. M., Shah, A. D., Wang, S., Duong, M. T., Shieh, A. C. Three-dimensional Cell Culture Model for Measuring the Effects of Interstitial Fluid Flow on Tumor Cell Invasion. J. Vis. Exp. (65), e4159, doi:10.3791/4159 (2012).

View Video